The mammalian complement system is a phylogenetically ancient cascade system that has a major role in innate and adaptive immunity. Activation of component C3 (1,641 residues) is central to the three complement pathways and results in inflammation and elimination of self and non-self targets. Here we present crystal structures of native C3 and its final major proteolytic fragment C3c. The structures reveal thirteen domains, nine of which were unpredicted, and suggest that the proteins of the α2-macroglobulin family evolved from a core of eight homologous domains. A double mechanism prevents hydrolysis of the thioester group, essential for covalent attachment of activated C3 to target surfaces. Marked conformational changes in the α-chain, including movement of a critical interaction site through a ring formed by the domains of the β-chain, indicate an unprecedented, conformation-dependent mechanism of activation, regulation and biological function of C3. The complement system is a key component of innate immunity that kills microorganisms directly. It is evolutionarily ancient, predating the immunoglobulins. The crystal structure of the human complement component C3 has now been determined. As well as revealing some of the mechanisms involved in its immune function, the structure has evolutionary implications for mammalian large multi-domain proteins in general — and it may be the largest protein structure (the longest chain and the most domains) so far determined.

Three papers in this issue report the first X-ray structures of C3b, the active form of human complement C3. The complement system is a family of blood serum proteins and cell-surface receptors that recognizes pathogens and unleashes the immune response against them. The powerhouse of the C3 protein is a thioester group: when activated it binds to an acceptor on the pathogen and marks it for destruction. There are similar thioesters in host cells too, so the C3 thioester has to be kept tightly under wraps. Knowledge of the structure of the active form of C3b is a step towards designing therapies to manipulate the complement system. Inappropriate activation of the complement system has been implicated in various diseases including arthritis, asthma, lupus erythematosus, autoimmune heart disease and multiple sclerosis. Resistance to infection and clearance of cell debris in mammals depend on the activation of the complement system, which is an important component of innate and adaptive immunity1,2. Central to the complement system is the activated form of C3, called C3b, which attaches covalently to target surfaces3 to amplify complement response, label cells for phagocytosis and stimulate the adaptive immune response. C3b consists of 1,560 amino-acid residues and has 12 domains. It binds various proteins and receptors to effect its functions4. However, it is not known how C3 changes its conformation into C3b and thereby exposes its many binding sites. Here we present the crystal structure at 4-Å resolution of the activated complement protein C3b and describe the conformational rearrangements of the 12 domains that take place upon proteolytic activation. In the activated form the thioester is fully exposed for covalent attachment to target surfaces and is more than 85 Å away from the buried site in native C3 (ref. 5). Marked domain rearrangements in the α-chain present an altered molecular surface, exposing hidden and cryptic sites that are consistent with known putative binding sites of factor B and several complement regulators. The structural data indicate that the large conformational changes in the proteolytic activation and regulation of C3 take place mainly in the first conversion step, from C3 to C3b. These insights are important for the development of strategies to treat immune disorders that involve complement-mediated inflammation.

Abstract Mucin 1 (MUC1) is a transmembrane mucin expressed at the apical surface of epithelial cells at different mucosal surfaces including breast and intestine. In the gastrointestinal tract, MUC1 has a barrier function against bacterial invasion, but can also serve as an entry receptor for pathogenic Salmonella bacteria. Moreover, MUC1 is well known for its aberrant expression and glycosylation in adenocarcinomas The MUC1 extracellular domain contains a variable number of tandem repeats (VNTR) of 20 amino acids, which are heavily O -linked glycosylated.. Monoclonal antibodies against the MUC1 VNTR can be powerful tools because of their multiplicity of binding and possible applications in the diagnosis and treatment of MUC1-expressing cancers. One such antibody is the hybridoma mouse monoclonal 139H2, which is also widely used as a research tool to study non-cancer MUC1. Here we report direct mass spectrometry-based sequencing of hybridoma-derived 139H2 IgG, which enabled reverse engineering of a recombinant 139H2. The performance of the reverse engineered 139H2 IgG and its Fab fragment were validated by comparison to the hybridoma-derived product in Western blot and immunofluorescence microscopy. The reverse engineering of 139H2 allowed us to characterize binding to the VNTR peptide epitope by surface plasmon resonance (SPR) and solve the crystal structure of the 139H2 Fab fragment in complex with the MUC1 VNTR peptide. These analyses reveal the molecular basis for 139H2 binding specificity to MUC1 and its tolerance to O -glycosylation of the VNTR. The available sequence of 139H2 will allow further development of MUC1-related diagnostics, targeting and treatment strategies.

Abstract The Notch signaling system links cellular fate to that of its neighbors, driving proliferation, apoptosis, and cell differentiation in metazoans, whereas dysfunction leads to debilitating developmental disorders and cancers. Other than a five-by-five domain complex, it is unclear how the 40 extracellular domains of the Notch1 receptor collectively engage the 19 domains of its canonical ligand Jagged1 to activate Notch1 signaling. Here, using cross-linking mass spectrometry (XL-MS), biophysical and structural techniques on the full extracellular complex and targeted sites,we identify five distinct regions, two on Notch1 and three on Jagged1, that form an interaction network.The Notch1 membrane-proximal regulatory region individually binds to the established Notch1 epidermal growth factor (EGF) 8-13 and Jagged1 C2-EGF3 activation sites, as well as to two additional Jagged1 regions, EGF 8-11 and cysteine-rich domain (CRD). XL-MS and quantitative interaction experiments show that the three Notch1 binding sites on Jagged1 also engage intramolecularly.These interactions, together with Notch1 and Jagged1 ectodomain dimensions and flexibility determined by small-angle X-ray scattering (SAXS), support the formation of backfolded architectures. Combined, the data suggest that critical Notch1 and Jagged1 regions are not distal, but engage directly to control Notch1 signaling, thereby redefining the Notch1-Jagged1 activation mechanism and indicating new routes for therapeutic applications.

Neuronal network formation is facilitated by recognition between synaptic cell adhesion molecules (CAMs) at the cell surface. Alternative splicing of CAMs provides additional specificity in forming neuronal connections. For the teneurin family of CAMs, alternative splicing of the EGF-repeats and NHL domain controls protein-protein interactions at the synapse. Here we present a 3.2 Å cryo-EM structure of the dimeric ectodomain of teneurin-3 harbouring both splice inserts. This dimer is stabilized by an EGF8-ABD contact between subunits. Cryo-EM reconstructions of all four splice variants, together with SAXS and negative stain EM, reveal compacted dimers for each, with variant-specific dimeric arrangements. This results in specific trans-cellular interactions, as tested in cell clustering and stripe assays. The compact conformations provide a structural basis for the homo- and heterophilic interactions of teneurins. Altogether, our findings demonstrate how alternative splicing results in rearrangements of the dimeric subunits, influencing neuronal recognition and circuit wiring.

Abstract The FLAG-tag/anti-FLAG system is a widely used biochemical tool for protein detection and purification. Anti-FLAG M2 is the most popular antibody against the FLAG-tag, due to its ease of use, versatility, and availability in pure form or as bead conjugate. M2 binds N-terminal, C-terminal and internal FLAG-tags and binding is calcium-independent, but the molecular basis for the FLAG-tag specificity and recognition remains unresolved. Here we present an atomic resolution (1.17 Å) structure of the FLAG peptide in complex with the Fab of anti-FLAG M2, revealing key binding determinants. Five of the eight FLAG peptide residues form direct interactions with paratope residues. The FLAG peptide adopts a 3 10 helix conformation in complex with the Fab. These structural insights allowed us to rationally introduce point mutations on both the peptide and antibody side. We tested these by surface plasmon resonance, leading us to propose a shorter yet equally binding version of the FLAG-tag for the M2 antibody.

The FLAG-tag/anti-FLAG system is a widely used biochemical tool for protein detection and purification. Anti-FLAG M2 is the most popular antibody against the FLAG-tag, due to its ease of use, versatility, and availability in pure form or as bead conjugate. M2 binds N-terminal, C-terminal and internal FLAG-tags and binding is calcium-independent, but the molecular basis for the FLAG-tag specificity and recognition remains unresolved. Here we present an atomic resolution (1.17 Å) structure of the FLAG peptide in complex with the Fab of anti-FLAG M2, revealing key binding determinants. Five of the eight FLAG peptide residues form direct interactions with paratope residues. The FLAG peptide adopts a 3