Zika virus (ZIKV), a re-emerging flavivirus, is associated with devasting developmental and neurological disease outcomes particularly in infants infected in utero. Towards understanding the molecular underpinnings of the unique ZIKV disease pathologies, numerous transcriptome-wide studies have been undertaken. Notably, these studies have overlooked the assimilation of RNA-seq analysis from ZIKV-infected patients with cell culture model systems. In this study we find that ZIKV-infection of human lung adenocarcinoma A549 cells, mirrored both the transcriptional and alternative splicing profiles from previously published RNA-seq data of peripheral blood mononuclear cells collected from pediatric patients during early acute, late acute, and convalescent phases of ZIKV infection. Our analyses show that ZIKV infection in cultured cells correlates with transcriptional changes in patients, while the overlap in alternative splicing profiles was not as extensive. Overall, our data indicate that cell culture model systems support dissection of select molecular changes detected in patients and establishes the groundwork for future studies elucidating the biological implications of alternative splicing during ZIKV infection.

Zika virus (ZIKV) is a re-emerging mosquito-borne flavivirus that can have devastating health consequences. The developmental and neurological effects from a ZIKV infection arise in part from the virus triggering cellular stress pathways and perturbing transcriptional programs. To date, the underlying mechanisms of transcriptional control directing viral restriction and virus-host interaction are understudied. Activating Transcription Factor 3 (ATF3) is a stress-induced transcriptional effector that modulates the expression of genes involved in a myriad of cellular processes, including inflammation and antiviral responses, to restore cellular homeostasis. While ATF3 is known to be upregulated during ZIKV infection, the mode by which ATF3 is activated and the specific role of ATF3 during ZIKV infection is unknown. In this study, we show via inhibitor and RNA interference approaches that ZIKV infection initiates the integrated stress response pathway to activate ATF4 which in turn induces ATF3 expression. Additionally, by using a CRISPR-Cas9 system to deplete ATF3, we found that ATF3 acts to limit ZIKV gene expression in A549 cells. In particular, the ATF3-dependent anti-ZIKV response occurred through regulation of innate immunity and autophagy pathways. We show that ATF3 differentially regulates the expression of innate immune response genes and suppresses the transcription of autophagy related genes to influence autophagic flux. Our study therefore highlights an important role for the integrated stress response pathway and ATF3 in establishing an antiviral effect during ZIKV infection.

Zika virus (ZIKV), a re-emerging flavivirus, is associated with devasting developmental and neurological disease outcomes particularly in infants infected

Alternative splicing of pre-mRNAs expands a single genetic blueprint to encode multiple functionally diverse protein isoforms. Viruses have previously been shown to interact with, depend on, and alter host splicing machinery. The consequences however incited by viral infection on the global alternative slicing (AS) landscape are under appreciated. Here we investigated the transcriptional and alternative splicing profile of neuronal cells infected with a contemporary Puerto Rican Zika virus (ZIKVPR) isolate, the prototypical Ugandan ZIKV (ZIKVMR) isolate and dengue virus 2 (DENV2). Our analyses revealed that ZIKVPR induced significantly more differential changes in expressed genes compared to ZIKVMR or DENV2, despite all three viruses showing equivalent infectivity and viral RNA levels. Consistent with the transcriptional profile, ZIKVPR induced a higher number of alternative splicing events compared to ZIKVMR or DENV2, and gene ontology analyses highlighted alternative splicing changes in genes associated with mRNA splicing. All three viruses modulated alternative splicing with ZIKVPR having the largest impact on splicing. ZIKV alteration of the transcriptomic landscape during infection caused changes in cellular RNA homeostasis, which might dysregulate neurodevelopment and function leading to neuropathologies such as microcephaly and Guillain-Barre syndrome associated with the ZIKV infection.

Flaviviruses limit the cell stress response by preventing the formation of stress granules and modulate viral gene expression by subverting different proteins involved in the stress granule pathway. In this study, we investigated the formation of stress granules during Zika virus (ZIKV) infection and the role stress granule proteins play during the viral life cycle. Using immunofluorescence and confocal microscopy, we determined that ZIKV disrupted the formation of arsenite-induced stress granules and changed the subcellular distribution, but not the abundance or integrity, of stress granule proteins. We also investigated the role of different stress granule proteins in ZIKV infection by using target-specific siRNAs to deplete Ataxin2, G3BP1, HuR, TIA-1, TIAR and YB1. Knock-down of TIA-1 and TIAR affected ZIKV protein and RNA levels, but not viral titers. Conversely, depletion of Ataxin2 and YB1 decreased virion production despite having only a small effect on ZIKV protein expression. Notably, however, depletion of G3BP1 and HuR decreased and increased ZIKV gene expression and virion production, respectively. Using an MR766 Gaussia luciferase reporter genome together with knockdown and overexpression assays, G3BP1 and HuR were found to modulate ZIKV replication. These data indicate that ZIKV disrupts the formation of stress granules by sequestering stress granule proteins required for replication, where G3BP1 functions to promote ZIKV infection, while HuR exhibits an antiviral effect. The consequence of ZIKV re-localizing and subverting select stress granule proteins might have broader consequences on cellular RNA homeostasis and contribute to cellular gene dysregulation and ZIKV pathogenesis.Importance Many viruses inhibit stress granules (SGs). In this study, we observed that ZIKV restricts SG assembly likely by re-localizing and subverting specific SG proteins to modulate ZIKV replication. This ZIKV-SG protein interaction is interesting, as many SG proteins are also known to function in neuronal granules, which are critical in neural development and function. Moreover, dysregulation of different SG proteins in neurons has been shown to play a role in the progression of neurodegenerative diseases. The likely consequences of ZIKV modulating SG assembly and subverting specific SG proteins are alterations to cellular mRNA transcription, splicing, stability, and translation. Such changes in cellular ribostasis could profoundly affect neural development and contribute to the devastating developmental and neurological anomalies observed following intrauterine ZIKV infection. Our study provides new insights into virus-host interactions and the identification of the SG proteins that may contribute to the unusual pathogenesis associated with this re-emerging arbovirus.

Abstract Viral detection is critical for controlling disease spread and progression. Recent emerging viral threats including Zika, Ebola, and the current COVID-19 outbreak highlight the cost and difficulty in responding rapidly. To address these challenges, we develop a platform for low-cost and rapid detection of viral RNA with DNA nanoswitches designed to mechanically reconfigure in response to specific viruses. Using Zika virus as a model system, we show non-enzymatic detection of viral RNA to the attomole level, with selective and multiplexed detection between related viruses and viral strains. For clinical-level sensitivity in biological fluids, we paired the assay with a sample preparation step using either RNA extraction or isothermal pre-amplification. Our assay can be performed with minimal or no lab infrastructure, and is readily adaptable to detect other viruses. We demonstrate the adaptability of our method by quickly developing and testing DNA nanoswitches for detecting a fragment of SARS-CoV-2 RNA in human saliva. Given this versatility, we expect that further development and field implementation will improve our ability to detect emergent viral threats and ultimately limit their impact.