The transcription factors OCT4, SOX2, and NANOG have essential roles in early development and are required for the propagation of undifferentiated embryonic stem (ES) cells in culture. To gain insights into transcriptional regulation of human ES cells, we have identified OCT4, SOX2, and NANOG target genes using genome-scale location analysis. We found, surprisingly, that OCT4, SOX2, and NANOG co-occupy a substantial portion of their target genes. These target genes frequently encode transcription factors, many of which are developmentally important homeodomain proteins. Our data also indicate that OCT4, SOX2, and NANOG collaborate to form regulatory circuitry consisting of autoregulatory and feedforward loops. These results provide new insights into the transcriptional regulation of stem cells and reveal how OCT4, SOX2, and NANOG contribute to pluripotency and self-renewal.

Polycomb group proteins are essential for early development in metazoans, but their contributions to human development are not well understood. We have mapped the Polycomb Repressive Complex 2 (PRC2) subunit SUZ12 across the entire nonrepeat portion of the genome in human embryonic stem (ES) cells. We found that SUZ12 is distributed across large portions of over two hundred genes encoding key developmental regulators. These genes are occupied by nucleosomes trimethylated at histone H3K27, are transcriptionally repressed, and contain some of the most highly conserved noncoding elements in the genome. We found that PRC2 target genes are preferentially activated during ES cell differentiation and that the ES cell regulators OCT4, SOX2, and NANOG cooccupy a significant subset of these genes. These results indicate that PRC2 occupies a special set of developmental genes in ES cells that must be repressed to maintain pluripotency and that are poised for activation during ES cell differentiation.

MicroRNAs (miRNAs) are crucial for normal embryonic stem (ES) cell self-renewal and cellular differentiation, but how miRNA gene expression is controlled by the key transcriptional regulators of ES cells has not been established. We describe here the transcriptional regulatory circuitry of ES cells that incorporates protein-coding and miRNA genes based on high-resolution ChIP-seq data, systematic identification of miRNA promoters, and quantitative sequencing of short transcripts in multiple cell types. We find that the key ES cell transcription factors are associated with promoters for miRNAs that are preferentially expressed in ES cells and with promoters for a set of silent miRNA genes. This silent set of miRNA genes is co-occupied by Polycomb group proteins in ES cells and shows tissue-specific expression in differentiated cells. These data reveal how key ES cell transcription factors promote the ES cell miRNA expression program and integrate miRNAs into the regulatory circuitry controlling ES cell identity.

Genome-wide location analysis, also known as ChIP-Chip, combines chromatin immunoprecipitation and DNA microarray analysis to identify protein-DNA interactions that occur in living cells. Protein-DNA interactions are captured in vivo by chemical crosslinking. Cell lysis, DNA fragmentation and immunoaffinity purification of the desired protein will co-purify DNA fragments that are associated with that protein. The enriched DNA population is then labeled, combined with a differentially labeled reference sample and applied to DNA microarrays to detect enriched signals. Various computational and bioinformatic approaches are then applied to normalize the enriched and reference channels, to connect signals to the portions of the genome that are represented on the DNA microarrays, to provide confidence metrics and to generate maps of protein-genome occupancy. Here, we describe the experimental protocols that we use from crosslinking of cells to hybridization of labeled material, together with insights into the aspects of these protocols that influence the results. These protocols require approximately 1 week to complete once sufficient numbers of cells have been obtained, and have been used to produce robust, high-quality ChIP-chip results in many different cell and tissue types.

Embryonic stem (ES) cells have a unique regulatory circuitry, largely controlled by the transcription factors Oct4, Sox2, and Nanog, which generates a gene expression program necessary for pluripotency and self-renewal. How external signals connect to this regulatory circuitry to influence ES cell fate is not known. We report here that a terminal component of the canonical Wnt pathway in ES cells, the transcription factor T-cell factor-3 (Tcf3), co-occupies promoters throughout the genome in association with the pluripotency regulators Oct4 and Nanog. Thus, Tcf3 is an integral component of the core regulatory circuitry of ES cells, which includes an autoregulatory loop involving the pluripotency regulators. Both Tcf3 depletion and Wnt pathway activation cause increased expression of Oct4, Nanog, and other pluripotency factors and produce ES cells that are refractory to differentiation. Our results suggest that the Wnt pathway, through Tcf3, brings developmental signals directly to the core regulatory circuitry of ES cells to influence the balance between pluripotency and differentiation.

Many DNA-hypermethylated cancer genes are occupied by the Polycomb (PcG) repressor complex in embryonic stem cells (ESCs). Their prevalence in the full spectrum of cancers, the exact context of chromatin involved, and their status in adult cell renewal systems are unknown. Using a genome-wide analysis, we demonstrate that ∼75% of hypermethylated genes are marked by PcG in the context of bivalent chromatin in both ESCs and adult stem/progenitor cells. A large number of these genes are key developmental regulators, and a subset, which we call the “DNA hypermethylation module,” comprises a portion of the PcG target genes that are down-regulated in cancer. Genes with bivalent chromatin have a low, poised gene transcription state that has been shown to maintain stemness and self-renewal in normal stem cells. However, when DNA-hypermethylated in tumors, we find that these genes are further repressed. We also show that the methylation status of these genes can cluster important subtypes of colon and breast cancers. By evaluating the subsets of genes that are methylated in different cancers with consideration of their chromatin status in ESCs, we provide evidence that DNA hypermethylation preferentially targets the subset of PcG genes that are developmental regulators, and this may contribute to the stem-like state of cancer. Additionally, the capacity for global methylation profiling to cluster tumors by phenotype may have important implications for further refining tumor behavior patterns that may ultimately aid therapeutic interventions.

DNA looping is vital for establishing many enhancer-promoter interactions. While CTCF is known to anchor many cohesin-mediated loops, the looped chromatin fiber appears to predominantly exist in a poorly characterized actively extruding state. To better characterize extruding chromatin loop structures, we used CTCF MNase HiChIP data to determine both CTCF binding at high resolution and 3D contact information. Here we present FactorFinder, a tool that identifies CTCF binding sites at near base-pair resolution. We leverage this substantial advance in resolution to determine that the fully extruded (CTCF-CTCF) state is rare genome-wide with locus-specific variation from ~1-10%. We further investigate the impact of chromatin state on loop extrusion dynamics, and find that active enhancers and RNA Pol II impede cohesin extrusion, facilitating an enrichment of enhancer-promoter contacts in the partially extruded loop state. We propose a model of topological regulation whereby the transient, partially extruded states play active roles in transcription.

Chromosomes are positioned non-randomly inside the nucleus to coordinate with their transcriptional activity. The molecular mechanisms that dictate the global genome organization and the nuclear localization of individual chromosomes are not fully understood. We introduce a polymer model to study the organization of the diploid human genome: it is data-driven as all parameters can be derived from Hi-C data; it is also a mechanistic model since the energy function is explicitly written out based on a few biologically motivated hypotheses. These two features distinguish the model from existing approaches and make it useful both for reconstructing genome structures and for exploring the principles of genome organization. We carried out extensive validations to show that simulated genome structures reproduce a wide variety of experimental measurements, including chromosome radial positions and spatial distances between homologous pairs. Detailed mechanistic investigations support the importance of both specific inter-chromosomal interactions and centromere clustering for chromosome positioning. We anticipate the polymer model, when combined with Hi-C experiments, to be a powerful tool for investigating large scale rearrangements in genome structure upon cell differentiation and tumor progression.

Enhancers possess both structural elements mediating promoter looping and functional elements mediating gene expression. Traditional models of enhancer-mediated gene regulation imply genomic overlap or immediate adjacency of these elements. We test this model by combining densely-tiled CRISPRa screening with nucleosome-resolution Region Capture Micro-C topology analysis. Using this integrated approach, we comprehensively define the cis-regulatory landscape for the tumor suppressor PTEN, identifying and validating 10 distinct enhancers and defining their 3D spatial organization. Unexpectedly, we identify several long-range functional enhancers whose promoter proximity is facilitated by chromatin loop anchors several kilobases away, and demonstrate that accounting for this spatial separation improves the computational prediction of validated enhancers. Thus, we propose a new model of enhancer organization incorporating spatial separation of essential functional and structural components.

Abstract The genome can be divided into two spatially segregated compartments, A and B, 1,2 which broadly partition active and inactive chromatin states, respectively. Constitutive heterochromatin is predominantly located within the B compartment and comprises chromatin that is in close contact with the nuclear lamina. 3–5 By contrast, facultative heterochromatin marked by H3K27me3 can span both compartments. 2–5 How epigenetic modifications, A/B compartmentalization, and lamina association collectively maintain heterochromatin architecture and function remains unclear. 6,7 Here we developed an approach termed Lamina-Inducible Methylation and Hi-C (LIMe-Hi-C) that jointly measures chromosome conformation, DNA methylation, and nuclear lamina positioning. Through this approach, we identified topologically distinct A/B sub-compartments characterized by high levels of H3K27me3 and differing degrees of lamina association. To study the regulation of these sub-compartments, we inhibited Polycomb repressive complex 2 (PRC2), revealing that H3K27me3 is an essential factor in sub-compartment segregation. Unexpectedly, PRC2 inhibition also elicited broad gains in lamina association and constitutive heterochromatin spreading into H3K27me3-marked B sub-compartment regions. Consistent with repositioning to the lamina, genes originally marked with H3K27me3 in the B compartment, but not in the A compartment, remained largely repressed, suggesting that constitutive heterochromatin spreading can compensate for loss of H3K27me3 at a transcriptional level. These findings demonstrate that Polycomb sub-compartments and their antagonism with nuclear lamina association are fundamental organizational features of genome structure. More broadly, by jointly measuring nuclear position and Hi-C contacts, our study demonstrates how dynamic changes in compartmentalization and nuclear lamina association represent distinct but interdependent modes of heterochromatin regulation.