Mitochondrial division occurs at positions where endoplasmic reticulum tubules contact mitochondria and mediate constriction.

How is the characteristic shape of a membrane bound organelle achieved? We have used an in vitro system to address the mechanism by which the tubular network of the endoplasmic reticulum (ER) is generated and maintained. Based on the inhibitory effect of sulfhydryl reagents and antibodies, network formation in vitro requires the integral membrane protein Rtn4a/NogoA, a member of the ubiquitous reticulon family. Both in yeast and mammalian cells, the reticulons are largely restricted to the tubular ER and are excluded from the continuous sheets of the nuclear envelope and peripheral ER. Upon overexpression, the reticulons form tubular membrane structures. The reticulons interact with DP1/Yop1p, a conserved integral membrane protein that also localizes to the tubular ER. These proteins share an unusual hairpin topology in the membrane. The simultaneous absence of the reticulons and Yop1p in S. cerevisiae results in disrupted tubular ER. We propose that these "morphogenic" proteins partition into and stabilize highly curved ER membrane tubules.

Mitochondria cannot be generated de novo; they must grow, replicate their genome, and divide in order to be inherited by each daughter cell during mitosis. Mitochondrial division is a structural challenge that requires the substantial remodelling of membrane morphology. Although division factors differ across organisms, the need for multiple constriction steps and a dynamin-related protein (Drp1, Dnm1 in yeast) has been conserved. In mammalian cells, mitochondrial division has been shown to proceed with at least two sequential constriction steps: the endoplasmic reticulum and actin must first collaborate to generate constrictions suitable for Drp1 assembly on the mitochondrial outer membrane; Drp1 then further constricts membranes until mitochondrial fission occurs. In vitro experiments, however, indicate that Drp1 does not have the dynamic range to complete membrane fission. In contrast to Drp1, the neuron-specific classical dynamin dynamin-1 (Dyn1) has been shown to assemble on narrower lipid profiles and facilitate spontaneous membrane fission upon GTP hydrolysis. Here we report that the ubiquitously expressed classical dynamin-2 (Dyn2) is a fundamental component of the mitochondrial division machinery. A combination of live-cell and electron microscopy in three different mammalian cell lines reveals that Dyn2 works in concert with Drp1 to orchestrate sequential constriction events that build up to division. Our work underscores the biophysical limitations of Drp1 and positions Dyn2, which has intrinsic membrane fission properties, at the final step of mitochondrial division.

Endocytic cargo and Rab GTPases are segregated to distinct domains of an endosome. These domains maintain their identity until they undergo fission to traffic cargo. It is not fully understood how segregation of cargo or Rab proteins is maintained along the continuous endosomal membrane or what machinery is required for fission. Endosomes form contact sites with the endoplasmic reticulum (ER) that are maintained during trafficking. Here, we show that stable contacts form between the ER and endosome at constricted sorting domains, and free diffusion of cargo is limited at these positions. We demonstrate that the site of constriction and fission for early and late endosomes is spatially and temporally linked to contact sites with the ER. Lastly, we show that altering ER structure and dynamics reduces the efficiency of endosome fission. Together, these data reveal a surprising role for ER contact in defining the timing and position of endosome fission.PaperFlickeyJraWQiOiI4ZjUxYWNhY2IzYjhiNjNlNzFlYmIzYWFmYTU5NmZmYyIsImFsZyI6IlJTMjU2In0.eyJzdWIiOiJmMjllN2M0MTk4OTNkZWZlMWRmNTRmYTMxNWEzMjczYiIsImtpZCI6IjhmNTFhY2FjYjNiOGI2M2U3MWViYjNhYWZhNTk2ZmZjIiwiZXhwIjoxNjc4NzYxNDA0fQ.ptnWdypLBv8uFBho-dhIlgxFOT0v7G0o24HIaBKaWl9uLginB1l1ncVuoNdpcikZezRNRf_B_hhij0pP7wRofIzQX3mmWb5c-CZCdXTANmLldn2KFzkgRy7OnhSoCmEdfg0zdEHA5dGhBKAywoDSCvgMKblb_fBgZzHpcBh1I_Y-6yq7yeUbIb4kP8MMCsi-8-op3eWtCJz1-nxUvkIBTiunGqQedyzUVvAh9jC9pf_i6d2A8vdbIIcfgRaH_ES1R7CiOqdK2UsGFrmdoir7dHNmO-iDYUHlNq9PPSYLm2F8kEx5jXdBQ1o0uKsq0_t3hqp5eQuLB0D0vfUt_4s9aw(mp4, (57.43 MB) Download video

We analyzed the structure of yeast endoplasmic reticulum (ER) during six sequential stages of budding by electron tomography to reveal a three-dimensional portrait of ER organization during inheritance at a nanometer resolution. We have determined the distribution, dimensions, and ribosome densities of structurally distinct but continuous ER domains during multiple stages of budding with and without the tubule-shaping proteins, reticulons (Rtns) and Yop1. In wild-type cells, the peripheral ER contains cytoplasmic cisternae, many tubules, and a large plasma membrane (PM)–associated ER domain that consists of both tubules and fenestrated cisternae. In the absence of Rtn/Yop1, all three domains lose membrane curvature, ER ribosome density changes, and the amount of PM-associated ER increases dramatically. Deletion of Rtns/Yop1 does not, however, prevent bloated ER tubules from being pulled from the mother cisterna into the bud and strongly suggests that Rtns/Yop1 stabilize/maintain rather than generate membrane curvature at all peripheral ER domains in yeast.

The endoplasmic reticulum (ER) network is extremely dynamic in animal cells, yet little is known about the mechanism and function of its movements. The most common ER dynamic, termed ER sliding, involves ER tubule extension along stable microtubules (MTs). In this study, we show that ER sliding occurs on nocodazole-resistant MTs that are posttranslationally modified by acetylation. We demonstrate that high MT curvature is a good indicator of MT acetylation and show in live cells that ER sliding occurs predominantly on these curved, acetylated MTs. Furthermore, increasing MT acetylation by drug treatment increases the frequency of ER sliding. One purpose of the ER sliding on modified MT tracts could be to regulate its interorganelle contacts. We find that all mitochondria and many endosomes maintain contact with the ER despite the movements of each. However, mitochondria, but not endosomes, preferentially localize to acetylated MTs. Thus, different ER dynamics may occur on distinct MT populations to establish or maintain contacts with different organelles.

We recently identified a class of membrane proteins, the reticulons and DP1/Yop1p, which shape the tubular endoplasmic reticulum (ER) in yeast and mammalian cells. These proteins are highly enriched in the tubular portions of the ER and virtually excluded from other regions. To understand how they promote tubule formation, we characterized their behavior in cellular membranes and addressed how their localization in the ER is determined. Using fluorescence recovery after photobleaching, we found that yeast Rtn1p and Yop1p are less mobile in the membrane than normal ER proteins. Sucrose gradient centrifugation and cross-linking analyses show that they form oligomers. Mutants of yeast Rtn1p, which no longer localize exclusively to the tubular ER or are even totally inactive in inducing ER tubules, are more mobile and oligomerize less extensively. The mammalian reticulons and DP1 are also relatively immobile and can form oligomers. The conserved reticulon homology domain that includes the two membrane-embedded segments is sufficient for the localization of the reticulons to the tubular ER, as well as for their diffusional immobility and oligomerization. Finally, ATP depletion in both yeast and mammalian cells further decreases the mobilities of the reticulons and DP1. We propose that oligomerization of the reticulons and DP1/Yop1p is important for both their localization to the tubular domains of the ER and for their ability to form tubules.

Mitochondrial division is important for mitochondrial distribution and function. Recent data have demonstrated that ER–mitochondria contacts mark mitochondrial division sites, but the molecular basis and functions of these contacts are not understood. Here we show that in yeast, the ER–mitochondria tethering complex, ERMES, and the highly conserved Miro GTPase, Gem1, are spatially and functionally linked to ER-associated mitochondrial division. Gem1 acts as a negative regulator of ER–mitochondria contacts, an activity required for the spatial resolution and distribution of newly generated mitochondrial tips following division. Previous data have demonstrated that ERMES localizes with a subset of actively replicating mitochondrial nucleoids. We show that mitochondrial division is spatially linked to nucleoids and that a majority of these nucleoids segregate prior to division, resulting in their distribution into newly generated tips in the mitochondrial network. Thus, we postulate that ER-associated division serves to link the distribution of mitochondria and mitochondrial nucleoids in cells.

The endosomal pathway is responsible for plasma membrane cargo uptake, sorting, and, in many cases, lysosome targeting. Endosome maturation is complex, requiring proper spatiotemporal recruitment of factors that regulate the size, maturity, and positioning of endosomal compartments. In animal cells, it also requires trafficking of endosomes on microtubules. Recent work has revealed the presence of contact sites between some endosomes and the endoplasmic reticulum (ER). Although these contact sites are believed to have multiple functions, the frequency, dynamics, and physical attributes of these contacts are poorly understood. Here we use high-resolution three-dimensional electron microscopy to reveal that ER tubules wrap around endosomes and find that both organelles contact microtubules at or near membrane contact sites. As endosomes traffic, they remain bound to the ER, which causes the tubular ER to rearrange its structure around dynamic endosomes at contact sites. Finally, as endosomes transition through steps of maturation, they become more tightly associated with the ER. The major implication of these results is that endosomes mature and traffic while coupled to the ER membrane rather than in isolation.

ER regulates stress granule fission A hallmark of eukaryotic cells is the ability to compartmentalize essential reactions into membrane-bound and membraneless organelles. Membrane-bound organelles form networks through transport vesicles and interorganellar contact sites. The endoplasmic reticulum (ER) has emerged as a network hub and forms physical connections with nearly every membrane-bound organelle. Lee et al. now identify another class of ER contact sites that appear to help regulate the biogenesis and fission of membraneless ribonucleoprotein (RNP) granules (see the Perspective by Kornmann and Weis). Live-cell fluorescence microscopy of human cells revealed that ER tubule dynamics are spatially and temporally coupled to the fission site of two types of RNP granules, processing bodies (P-bodies) and stress granules. Science , this issue p. eaay7108 ; see also p. 507