Most individuals maintain circulating antibodies against various pathogenic bacteria as a consequence of previous exposures. However, it remains unclear to what extent these antibodies contribute to host protection. This knowledge gap is linked to the need for better methods to characterize antimicrobial polyclonal antibodies, including their antigen and epitope repertoires, subclass distribution, glycosylation status, and effector functions. Here, we showcase a generic mass spectrometry-based strategy that couples systems antigenomics and systems serology to characterize human antibodies directly in clinical samples. The method is based on automated affinity purification workflows coupled to an integrated suite of high-resolution MS-based quantitative, structural- and glyco-proteomics readouts. We focused on Streptococcus pyogenes (Group A Streptococcus; GAS), a major human pathogen still awaiting an approved vaccine. Our methodology reveals that both healthy and GAS infected individuals have circulating Immunoglobulin G (IgG) against a subset of genomically conserved streptococcal proteins, including numerous toxins and virulence factors. The antigen repertoire targeted by these antibodies was relatively constant across healthy individuals, but considerably changed in GAS bacteremia. Detailed analysis of the antigen-specific IgG indicates inter-individual variation regarding titers, subclass distributions, and Fc-signaling capacity, but not in epitope and Fc-glycosylation patterns. Importantly, we show that the IgG subclass has a major impact on the ability of GAS-antibodies to trigger immune signaling, in an antigen- and Fc receptor- specific fashion. Overall, these results uncover exceeding complexity in the properties of GAS-specific IgG, and showcase our methodology as high-throughput and flexible workflow to understand adaptive immune responses to bacterial pathogens.

Antibodies are central to the immune response against microbes. We have previously generated a protective IgG1 monoclonal antibody targeting the M protein, a critical virulence factor of Streptococcus pyogenes. Here, we generated this antibody in all human IgG subclasses and evaluated their function. Despite significantly reduced binding, the IgG3 subclass antibody demonstrated remarkably enhanced opsonic function. We hypothesized that increased Fc flexibility could explain this improved efficacy. We engineered a hybrid IgG subclass antibody, IgGh, containing the backbone of IgG1 with the hinge of IgG3, leaving the Fabs unchanged. The IgGh maintained a similar binding ability as IgG1 while gaining the strong opsonic function seen with IgG3. Molecular dynamics simulations of the different antibodies showed altered IgG Fab-antigen interactions, reflecting the differences observed in affinity. More importantly, when the antibodies were bound to the antigen, the simulations showed that the Fc of both IgGh and IgG3 exhibited extensive movement in 3D space relative to the M protein. The increased flexibility of IgGh directly translated to enhanced opsonic function and significantly increased the protection against infection with Streptococcus pyogenes in mice. Our findings demonstrate how altering Fc flexibility can improve Fc-mediated opsonic function and how modifications in the constant domain can regulate Fab-antigen interactions. In addition, the enhanced in vivo function of a more flexible IgG provides new therapeutic opportunities for monoclonal antibodies.

Abstract Antibodies play a central role in the immune defense against SARS-CoV-2. Strong evidence has shown that non-neutralizing antibodies (nnAbs) are important for anti-SARS-Cov-2 immunity through Fc-mediated effector functions. These nnAbs bind to epitopes that could be less subjected to mutations in the emerging variants. When protective, such nnAbs would constitute a more promising alternative to neutralizing mAbs (nAbs). Here, we show that six nnAbs retain binding to Omicron, while two nAbs do not. Furthermore, two of our nnAbs, which are protective in vivo , retained binding to XBB, XBB.1.5, and BQ.1.1. They appear to bind to conserved epitopes on the N-terminal and receptor binding domain (RBD), respectively. As a proof of concept, we show that these protective non-neutralizing antibodies retain potent Fc-mediated opsonic function against BQ.1.1 and XBB. We also show that the Fc-mediated function is further enhanced by expressing the antibodies in the IgG3 subclass and combining them into a dual antibody cocktail. Our work suggests that opsonizing nnAbs could be a viable strategy for anti-SARS-CoV-2 mAb therapies against current and future SARS-CoV-2 variants.