Abstract Plasmodesmata (PD) are nano-sized membrane-lined channels controlling intercellular communication in plants. Although progress has been made in identifying PD proteins, the role played by major membrane constituents, such as the lipids, in defining specialized membrane domains in PD remains unknown. Through a rigorous isolation of “native” PD membrane fractions and comparative mass spectrometry-based analysis, we demonstrate that lipids are laterally segregated along the plasma membrane (PM) at the PD cell-to-cell junction in Arabidopsis thaliana. Remarkably, our results show that PD membranes display enrichment in sterols and sphingolipids with very long chain saturated fatty acids when compared with the bulk of the PM. Intriguingly, this lipid profile is reminiscent of detergent-insoluble membrane microdomains, although our approach is valuably detergent-free. Modulation of the overall sterol composition of young dividing cells reversibly impaired the PD localization of the glycosylphosphatidylinositol-anchored proteins Plasmodesmata Callose Binding 1 and the β-1,3-glucanase PdBG2 and altered callose-mediated PD permeability. Altogether, this study not only provides a comprehensive analysis of the lipid constituents of PD but also identifies a role for sterols in modulating cell-to-cell connectivity, possibly by establishing and maintaining the positional specificity of callose-modifying glycosylphosphatidylinositol proteins at PD. Our work emphasizes the importance of lipids in defining PD membranes.

Abstract Diverging from conventional cell division models, plant cells undergo incomplete division to generate plasmodesmata communication bridges between daughter cells. While fundamental for plant multicellularity, the mechanisms governing bridge stabilization, as opposed to severing, remain unknown. We found that the endoplasmic reticulum (ER) is decisive in promoting incomplete cytokinesis by inhibiting local abscission events. ER tubes within contracting cell plate fenestrae create energy barriers preventing full closure. Contraction ceases upon encountering a metastable ER-plasma membrane tubular structure, leading to plasmodesmata formation. This process relies on the ER-tethers multiple C2 domains and transmembrane domain proteins 3, 4, and 6, which act as ER stabilizers, preserving ER position and integrity in nascent bridges. Our findings unveil the mechanisms through which plants undergo incomplete division to promote intercellular communication. One-Sentence Summary Uninterrupted ER connections obstruct abscission, causing incomplete cytokinesis and plasmodesmata formation in plants.

Abstract Expansion microscopy (ExM) has revolutionized biological imaging by physically enlarging samples, surpassing the light diffraction limit and enabling nanoscale visualization using standard microscopes. While extensively employed across a wide range of biological samples, its application to plant tissues is sparse. In this work, we present ROOT-ExM, an expansion method suited for stiff and intricate multicellular plant tissues, focusing on the primary root of Arabidopsis thaliana. ROOT-ExM achieves isotropic expansion with a fourfold increase in resolution, enabling super-resolution microscopy comparable to STimulated Emission Depletion (STED) microscopy. Labelling is achieved through immunolocalization, compartment-specific dyes, and native fluorescence preservation, while N-Hydroxysuccinimide (NHS) ester-dye conjugates reveal the ultrastructural context of cells alongside specific labelling. We successfully applied ROOT-ExM to image various cellular structures, including the Golgi apparatus, the endoplasmic reticulum, the cytoskeleton, and wall-embedded structures such as plasmodesmata. When combined with lattice light sheet microscopy (LLSM), ROOT-ExM achieves 3D quantitative analysis of nanoscale cellular process, revealing increased vesicular fusion in close proximity of the cell plate during cell division. Achieving super-resolution fluorescence imaging in plant biology remains a formidable challenge. Our findings underscore that ROOT-ExM provides a remarkable, cost-effective solution to this challenge, paving the way for unprecedented insights into plant cellular subcellular architecture. One sentence summary ROOT-ExM achieves super-resolution expansion microscopy in plants

Plasmodesmata act as key elements in intercellular communication, coordinating processes related to plant growth, development and responses to environmental stresses. While many of the developmental, biotic and abiotic signals are primarily perceived at the plasma membrane (PM) by receptor proteins, plasmodesmata also cluster receptor-like activities and whether or not these two pathways interact is currently unknown. Here we show that specific PM located Leucine Rich Repeat Receptor Like Kinases (LRR RLKs), KIN7 and IMK2, which under optimal growth conditions are absented from plasmodesmata, rapidly relocate and cluster to the pores in response to osmotic stress. This process is remarkably fast, it is not a general feature of PM associated proteins and is independent of sterol and sphingolipid membrane composition. Focusing on KIN7, previously reported to be involved in stress responses, we show that relocalisation upon mannitol depends on KIN7 phosphorylation. Loss-of-function mutation in KIN7 induces delay in lateral root (LR) development and the mutant is affected in the root response to mannitol stress. Callose-mediated plasmodesmata regulation is known to regulate LR development. We found that callose levels are reduced in kin7 mutant background with a root phenotype resembling ectopic expression of PdBG1, an enzyme that degrades callose at the pores. Both the LR and callose phenotypes can be complemented by expression of KIN7 wild type and phosphomimic variants but not by KIN7 phosphodead mutant which fails to relocalise at plasmodesmata. Together the data indicate that re-organisation of RLKs to plasmodesmata is important for the regulation of callose and LR development as part of the plant response to osmotic stress.

The FW2.2 gene is the founding member of the CELL NUMBER REGULATOR (CNR) gene family. More than 20 years ago, FW2.2 was the first cloned gene underlying a Quantitative Trait Locus (QTL) governing fruit size/weight in tomato. However, despite this discovery, the molecular mechanisms by which FW2.2 acts as a negative regulator of cell divisions during fruit growth remain undeciphered. In the present study, we confirm that FW2.2 is a transmembrane spanning protein, whose both N- and C-terminal ends are facing the apoplast. We unexpectedly found that FW2.2 is located at plasmodesmata (PD). FW2.2 participates in the spatiotemporal regulation of callose deposition at PD via an interaction with Callose Synthases, which suggests a regulatory role in cell-to-cell communication by modulating PD transport capacity and trafficking of signaling molecules during fruit development.

In eukaryotes, membrane contact sites (MCS) allow direct communication between organelles. Plants have evolved unique MCS, the plasmodesmata intercellular pores, which combine endoplasmic reticulum (ER) - plasma membrane (PM) contacts with regulation of cell-to-cell signalling. The molecular mechanism and function of membrane tethering within plasmodesmata remains unknown. Here we show that the Multiple C2 domains and Transmembrane region Protein (MCTP) family, key regulators of cell-to-cell signalling in plants, act as ER - PM tethers specifically at plasmodesmata. We report that MCTPs are core plasmodesmata proteins that insert into the ER via their transmembrane region whilst their C2 domains dock to the PM through interaction with anionic phospholipids. A mctp3/4 loss-of-function mutant induces plant developmental defects while MCTP4 expression in a yeast Δtether mutant partially restores ER-PM tethering. Our data suggest that MCTPs are unique membrane tethers controlling both ER-PM contacts and cell-cell signalling.

Summary Iron is critical for host-pathogen interactions. While pathogens seek to scavenge iron to spread, the host aims at decreasing iron availability to reduce pathogen virulence. Thus, iron sensing and homeostasis are of particular importance to prevent host infection and part of nutritional immunity. While the link between iron homeostasis and immunity pathways is well established in plants, how iron levels are sensed and integrated with immune response pathways remain unknown. We identified a receptor kinase, SRF3 coordinating root growth, iron homeostasis and immunity pathways via regulation of callose synthase activity. These processes are modulated by iron levels and rely on SRF3 extracellular and kinase domain which tune its accumulation and partitioning at the cell surface. Mimicking bacterial elicitation with the flagellin peptide flg22 phenocopies SRF3 regulation upon low iron levels and subsequent SRF3-dependent responses. We propose that SRF3 is part of nutritional immunity responses involved in sensing external iron levels.

Summary Endoplasmic Reticulum (ER)-to-Golgi trafficking is a central process of the secretory system of eukaryotic cells that ensures proper spatiotemporal sorting of proteins and lipids 1–5 . However, the nature of the ER-Golgi Intermediate Compartments (ERGIC) and the molecular mechanisms mediating the transition between the ERGIC and the Golgi, as well as the universality of these processes amongst Eukaryotes, remain undiscovered. Here, we took advantage of the plant cell system in which the Golgi is highly dynamic and in close vicinity to the ER 6–9 . We discovered that the ERGIC is composed from at least two distinct subpopulations of cis -Golgi. A subpopulation is a reticulated tubulo-vesicular network mostly independent from the Golgi, highly dynamic at the ER-Golgi interface and crossed by ER-induced release of luminal cargos at early stage. Another subpopulation is more stable, cisterna-like and mostly associated to the Golgi. Our results identified that the generation and dynamics of the ER-Golgi intermediate tubulo-vesicular network is regulated by the acyl-chain length of sphingolipids as well as the contacts it establishes with existing Golgi cisternae. Our study is a major twist in the understanding of the Golgi by identifying that the ERGIC in plants is a Golgi-independent highly dynamic tubular network from which arise more stable cisternae-like Golgi structures. This novel model presents a mechanism for early secretory trafficking adapted to respond to developmental and environmental stimuli, including susceptibility or resistance to diseases, autophagy or cell-reprograming.