A low-error 16S ribosomal RNA amplicon sequencing method, in combination with whole-genome sequencing of >500 cultured isolates, was used to characterize bacterial strain composition in the fecal microbiota of 37 U.S. adults sampled for up to 5 years. Microbiota stability followed a power-law function, which when extrapolated suggests that most strains in an individual are residents for decades. Shared strains were recovered from family members but not from unrelated individuals. Sampling of individuals who consumed a monotonous liquid diet for up to 32 weeks indicated that changes in strain composition were better predicted by changes in weight than by differences in sampling interval. This combination of stability and responsiveness to physiologic change confirms the potential of the gut microbiota as a diagnostic tool and therapeutic target.

The adult human distal gut microbial community is typically dominated by 2 bacterial phyla (divisions), the Firmicutes and the Bacteroidetes. Little is known about the factors that govern the interactions between their members. Here, we examine the niches of representatives of both phyla in vivo. Finished genome sequences were generated from Eubacterium rectale and E. eligens , which belong to Clostridium Cluster XIVa, one of the most common gut Firmicute clades. Comparison of these and 25 other gut Firmicutes and Bacteroidetes indicated that the Firmicutes possess smaller genomes and a disproportionately smaller number of glycan-degrading enzymes. Germ-free mice were then colonized with E. rectale and/or a prominent human gut Bacteroidetes, Bacteroides thetaiotaomicron , followed by whole-genome transcriptional profiling, high-resolution proteomic analysis, and biochemical assays of microbial–microbial and microbial–host interactions. B. thetaiotaomicron adapts to E. rectale by up-regulating expression of a variety of polysaccharide utilization loci encoding numerous glycoside hydrolases, and by signaling the host to produce mucosal glycans that it, but not E. rectale , can access. E. rectale adapts to B. thetaiotaomicron by decreasing production of its glycan-degrading enzymes, increasing expression of selected amino acid and sugar transporters, and facilitating glycolysis by reducing levels of NADH, in part via generation of butyrate from acetate, which in turn is used by the gut epithelium. This simplified model of the human gut microbiota illustrates niche specialization and functional redundancy within members of its major bacterial phyla, and the importance of host glycans as a nutrient foundation that ensures ecosystem stability.

Clostridium kluyveri is unique among the clostridia; it grows anaerobically on ethanol and acetate as sole energy sources. Fermentation products are butyrate, caproate, and H 2 . We report here the genome sequence of C. kluyveri , which revealed new insights into the metabolic capabilities of this well studied organism. A membrane-bound energy-converting NADH:ferredoxin oxidoreductase (RnfCDGEAB) and a cytoplasmic butyryl-CoA dehydrogenase complex (Bcd/EtfAB) coupling the reduction of crotonyl-CoA to butyryl-CoA with the reduction of ferredoxin represent a new energy-conserving module in anaerobes. The genes for NAD-dependent ethanol dehydrogenase and NAD(P)-dependent acetaldehyde dehydrogenase are located next to genes for microcompartment proteins, suggesting that the two enzymes, which are isolated together in a macromolecular complex, form a carboxysome-like structure. Unique for a strict anaerobe, C. kluyveri harbors three sets of genes predicted to encode for polyketide/nonribosomal peptide synthetase hybrides and one set for a nonribosomal peptide synthetase. The latter is predicted to catalyze the synthesis of a new siderophore, which is formed under iron-deficient growth conditions.

ABSTRACT Cell extracts of butyrate-forming clostridia have been shown to catalyze acetyl-coenzyme A (acetyl-CoA)- and ferredoxin-dependent formation of H 2 from NADH. It has been proposed that these bacteria contain an NADH:ferredoxin oxidoreductase which is allosterically regulated by acetyl-CoA. We report here that ferredoxin reduction with NADH in cell extracts from Clostridium kluyveri is catalyzed by the butyryl-CoA dehydrogenase/Etf complex and that the acetyl-CoA dependence previously observed is due to the fact that the cell extracts catalyze the reduction of acetyl-CoA with NADH via crotonyl-CoA to butyryl-CoA. The cytoplasmic butyryl-CoA dehydrogenase complex was purified and is shown to couple the endergonic reduction of ferredoxin (E 0 ′ = −410 mV) with NADH (E 0 ′ = −320 mV) to the exergonic reduction of crotonyl-CoA to butyryl-CoA (E 0 ′ = −10 mV) with NADH. The stoichiometry of the fully coupled reaction is extrapolated to be as follows: 2 NADH + 1 oxidized ferredoxin + 1 crotonyl-CoA = 2 NAD + + 1 ferredoxin reduced by two electrons + 1 butyryl-CoA. The implications of this finding for the energy metabolism of butyrate-forming anaerobes are discussed in the accompanying paper.

To study how microbes establish themselves in a mammalian gut environment, we colonized germ-free mice with microbial communities from human, zebrafish, and termite guts, human skin and tongue, soil, and estuarine microbial mats. Bacteria from these foreign environments colonized and persisted in the mouse gut; their capacity to metabolize dietary and host carbohydrates and bile acids correlated with colonization success. Cohousing mice harboring these xenomicrobiota or a mouse cecal microbiota, along with germ-free "bystanders," revealed the success of particular bacterial taxa in invading guts with established communities and empty gut habitats. Unanticipated patterns of ecological succession were observed; for example, a soil-derived bacterium dominated even in the presence of bacteria from other gut communities (zebrafish and termite), and human-derived bacteria colonized germ-free bystander mice before mouse-derived organisms. This approach can be generalized to address a variety of mechanistic questions about succession, including succession in the context of microbiota-directed therapeutics.

Ruminants rely on a complex rumen microbial community to convert dietary plant material to energy-yielding products. Here we developed a method to simultaneously analyze the community's bacterial and archaeal 16S rRNA genes, ciliate 18S rRNA genes and anaerobic fungal internal transcribed spacer 1 genes using 12 DNA samples derived from 11 different rumen samples from three host species (Ovis aries, Bos taurus, Cervus elephas) and multiplex 454 Titanium pyrosequencing. We show that the mixing ratio of the group-specific DNA templates before emulsion PCR is crucial to compensate for differences in amplicon length. This method, in contrast to using a non-specific universal primer pair, avoids sequencing non-targeted DNA, such as plant- or endophyte-derived rRNA genes, and allows increased or decreased levels of community structure resolution for each microbial group as needed. Communities analyzed with different primers always grouped by sample origin rather than by the primers used. However, primer choice had a greater impact on apparent archaeal community structure than on bacterial community structure, and biases for certain methanogen groups were detected. Co-occurrence analysis of microbial taxa from all three domains of life suggested strong within- and between-domain correlations between different groups of microorganisms within the rumen. The approach used to simultaneously characterize bacterial, archaeal and eukaryotic components of a microbiota should be applicable to other communities occupying diverse habitats.

Ruminant livestock represent the single largest anthropogenic source of the potent greenhouse gas methane, which is generated by methanogenic archaea residing in ruminant digestive tracts. While differences between individual animals of the same breed in the amount of methane produced have been observed, the basis for this variation remains to be elucidated. To explore the mechanistic basis of this methane production, we measured methane yields from 22 sheep, which revealed that methane yields are a reproducible, quantitative trait. Deep metagenomic and metatranscriptomic sequencing demonstrated a similar abundance of methanogens and methanogenesis pathway genes in high and low methane emitters. However, transcription of methanogenesis pathway genes was substantially increased in sheep with high methane yields. These results identify a discrete set of rumen methanogens whose methanogenesis pathway transcription profiles correlate with methane yields and provide new targets for CH 4 mitigation at the levels of microbiota composition and transcriptional regulation.

The potent greenhouse gas methane (CH4) is produced in the rumens of ruminant animals from hydrogen produced during microbial degradation of ingested feed. The natural animal-to-animal variation in the amount of CH4 emitted and the heritability of this trait offer a means for reducing CH4 emissions by selecting low-CH4 emitting animals for breeding. We demonstrate that differences in rumen microbial community structure are linked to high and low CH4 emissions in sheep. Bacterial community structures in 236 rumen samples from 118 high- and low-CH4 emitting sheep formed gradual transitions between three ruminotypes. Two of these (Q and S) were linked to significantly lower CH4 yields (14.4 and 13.6 g CH4/kg dry matter intake [DMI], respectively) than the third type (H; 15.9 g CH4/kg DMI; p<0.001). Low-CH4 ruminotype Q was associated with a significantly lower ruminal acetate to propionate ratio (3.7±0.4) than S (4.4±0.7; p<0.001) and H (4.3±0.5; p<0.001), and harbored high relative abundances of the propionate-producing Quinella ovalis. Low-CH4 ruminotype S was characterized by lactate- and succinate-producing Fibrobacter spp., Kandleria vitulina, Olsenella spp., Prevotella bryantii, and Sharpea azabuensis. High-CH4 ruminotype H had higher relative abundances of species belonging to Ruminococcus, other Ruminococcaceae, Lachnospiraceae, Catabacteriaceae, Coprococcus, other Clostridiales, Prevotella, other Bacteroidales, and Alphaproteobacteria, many of which are known to form significant amounts of hydrogen. We hypothesize that lower CH4 yields are the result of bacterial communities that ferment ingested feed to relatively less hydrogen, which results in less CH4 being formed.

ABSTRACT The life-long relationship between microorganisms and hosts has a profound impact on the overall health and physiology of the holobiont. Changes in microbiome composition throughout the lifespan of a host remain, however, largely understudied. In this study, the fecal microbiome of conventionally raised C57BL/6J mice was analyzed throughout almost the entire expected lifespan, from ‘maturing’ (9 weeks) until ‘very old’ age (112 weeks). Analysis of alpha and beta diversity suggests that gradual microbiome changes occur throughout the entire murine life but appear to be more pronounced in ‘maturing’ to ‘middle-aged’ phases. Phylum-level analysis indicates a shift in the Firmicutes/Bacteroidetes ratio in favor of the Firmicutes in the second year of adulthood. Varying successional patterns throughout life were observed for many Firmicutes OTUs, while relative abundances of Bacteroidetes OTUs varied primarily in the early life phases. Microbiome configurations at given time points were used as training sets in a Bayesian model, which in turn effectively enabled the prediction of host age. The fecal microbiome composition may therefore serve as an accurate biomarker for aging. This study further suggests that age-associated compositional differences may have considerable implications for the interpretation and comparability of animal model-based microbiome studies. Importance The life-long relationship between microorganisms and hosts has a profound impact on the overall physiology of the holobiont. Understanding the extent of gut microbiome compositional changes over the expected mouse lifespan may allow to better understand the interplay of microbiome and the host at the different life stages. In this study, we performed a two-year longitudinal study of murine fecal microbiome. Using fine-scale microbiome profiling we were able to predict the host age from the fecal microbiome composition. Moreover, we observed that the rate of compositional change appears to slow with age. The description of the compositional changes in commonly used C57BL/6J mice can be used to optimize selection of age-associated mouse models and highlights the use of microbiome-profiling as biomarker for aging.

Abstract Despite extensive efforts to address it, the vastness of uncharacterized ‘dark matter’ microbial genetic diversity can impact short-read sequencing based metagenomic studies. Population-specific biases in genomic reference databases can further compound this problem. Leveraging advances in long-read and Hi-C technologies, we deeply characterized 109 gut microbiomes from three ethnicities in Singapore to comprehensively reconstruct 4,497 medium and high-quality metagenome assembled genomes, 1,708 of which were missing in short-read only analysis and with >28× N50 improvement. Species-level clustering identified 70 (>10% of total) novel gut species out of 685, improved reference genomes for 363 species (53% of total), and discovered 3,413 strains that are unique to these populations. Among the top 10 most abundant gut bacteria in our study, one of the species and >80% of all strains were not represented in existing databases. Annotation of biosynthetic gene clusters (BGCs) uncovered more than 27,000 BGCs with a large fraction (36-88%) not represented in current databases, and with several unique clusters predicted to produce bacteriocins that could significantly alter microbiome community structure. These results reveal the significant uncharacterized gut microbial diversity in Southeast Asian populations and highlight the utility of hybrid metagenomic references for bioprospecting and disease-focused studies.