Abstract Gene perturbation approaches have evolved as powerful tools for understanding the function of genes and curing inherited diseases. Here, we develop a method that combines the merits of RNAi and CRISPR technology by rational design of Cas9 ribonucleoprotein (RNP) with a “gRNA-shRNA” component. The RNP, termed Cas9-RNAi, has a gRNA containing a 3’ extension that can be processed to a functional siRNA via dorsha/dicer enzyme mediated cleavage within cells. We prepared the Cas9-RNAi RNPs by streamline co-expression of Cas9 enzymes and the “gRNA-shRNA” ribonucleotides in Escherichia coli strain HT115(DE)3. Transferring the Cas9-RNAi RNPs into mammalian cells achieves multidimensional genome manipulation, e.g., simultaneously knock out and knock down the target genes. Moreover, by introduction of a shRNA against the gene of human DNA ligase 4 ( LIG4 ), significantly improved homology-directed repair was attained. Together, we develop a simple-to-use CRISPR RNP tool that has great potentials in precise genome editing, gene function analysis and gene therapy.

The complete 40-nt CRISPR RNA (crRNA) of Cas12a can be artificially divided into two parts, including the 20-nt scaffold RNA with fixed sequences and the 20-nt spacer RNA with variable sequences, respectively. Herein, we found that Cas12a protein, scaffold RNA, and spacer RNA can be reassembled into an active ribonucleoprotein (RNP) which has a trans-cleavage activity comparable to that of wild-type Cas12a RNP. By leveraging such split CRISPR-Cas12a system (SCas12a), we devised fast fluorescence and lateral flow assays for highly sensitive, selective, and multiplexed detection of miRNAs without the need for reverse transcription and pre-amplification, achieving a limit of detection (LoD) of 10 fM. Additionally, our SCas12a assay enables detecting long-stranded RNA without secondary structure, as well as distinguishing mature miRNA from its precursor (pre-miRNA) that comprises the same sequence of miRNA. Beyond RNA detection, SCas12a outperforms wild-type Cas12a in specificity towards DNA point mutations. In combination with recombinase polymerase amplification (RPA), we set up a one-pot assay to detect attomolar concentrations of human papillomavirus (HPV) in patient samples. In conclusion, this work provides a simple, cost-effective, yet powerful SCas12a-based rapid nucleic acid detection platform in various diagnostic settings.

CRISPR/Cas ribonucleoprotein (RNP) complexes have been recently used as promising biological tools with plenty of applications, however, there are by far no efficient methods to prepare them at large scale and low cost. Here, we present a simple method to directly produce and purify Cas RNP, including the widely used Cas9 and Cas12a nuclease, from E.coli in a single step using an ultra-high-affinity CL7/Im7 purification system. The prepared Cas RNP shows high stability, solid nuclease activity in vitro, and profound genome editing efficiency in vivo. Our method is convenient, cost-effective, and applicable to prepare other CRISPR associated nucleases.