Hyperinflammation and lymphopenia provoked by SARS-CoV-2-activated macrophages contribute to the high mortality of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) patients. Thus, defining host pathways aberrantly activated in patient macrophages is critical for developing effective therapeutics. We discovered that G9a, a histone methyltransferase that is overexpressed in COVID-19 patients with high viral load, activates translation of specific genes that induce hyperinflammation and impairment of T cell function or lymphopenia. This noncanonical, pro-translation activity of G9a contrasts with its canonical epigenetic function. In endotoxin-tolerant (ET) macrophages that mimic conditions which render patients with pre-existing chronic inflammatory diseases vulnerable to severe symptoms, our chemoproteomic approach with a biotinylated inhibitor of G9a identified multiple G9a-associated translation regulatory pathways that were upregulated by SARS-CoV-2 infection. Further, quantitative translatome analysis of ET macrophages treated progressively with the G9a inhibitor profiled G9a-translated proteins that unite the networks associated with viral replication and the SARS-CoV-2-induced host response in severe patients. Accordingly, inhibition of G9a-associated pathways produced multifaceted, systematic effects, namely, restoration of T cell function, mitigation of hyperinflammation, and suppression of viral replication. Importantly, as a host-directed mechanism, this G9a-targeted, combined therapeutics is refractory to emerging antiviral-resistant mutants of SARS-CoV-2, or any virus, that hijacks host responses.

ABSTRACT Complete and robust human genome duplication requires loading MCM helicase complexes at many DNA replication origins, an essential process termed origin licensing. Licensing is restricted to G1 phase of the cell cycle, but G1 length varies widely among cell types. Using quantitative single cell analyses we found that pluripotent stem cells with naturally short G1 phases load MCM much faster than their isogenic differentiated counterparts with long G1 phases. During the earliest stages of differentiation towards all lineages, MCM loading slows concurrently with G1 lengthening, revealing developmental control of MCM loading. In contrast, ectopic Cyclin E overproduction uncouples short G1 from fast MCM loading. Rapid licensing in stem cells is caused by accumulation of the MCM loading protein, Cdt1. Prematurely slowing MCM loading in pluripotent cells not only lengthens G1 but also accelerates differentiation. Thus, rapid origin licensing is an intrinsic characteristic of stem cells that contributes to pluripotency maintenance.

A bstract CDK4/6 inhibitors arrest the cell cycle in G1-phase. They are approved to treat breast cancer and are also undergoing clinical trials against a range of other tumour types. To facilitate these efforts, it is important to understand why a cytostatic arrest in G1 causes long-lasting effects on tumour growth. Here we demonstrate that a prolonged G1-arrest following CDK4/6 inhibition downregulates replisome components and impairs origin licencing. This causes a failure in DNA replication after release from that arrest, resulting in a p53-dependent withdrawal from the cell cycle. If p53 is absent, then cells bypass the G2-checkpoint and undergo a catastrophic mitosis resulting in excessive DNA damage. These data therefore link CDK4/6 inhibition to genotoxic stress; a phenotype that is shared by most other broad-spectrum anti-cancer drugs. This provides a rationale to predict responsive tumour types and effective combination therapies, as demonstrated by the fact that CDK4/6 inhibition induces sensitivity to chemotherapeutics that also cause replication stress.

Abstract Background Left ventricular noncompaction (LVNC) is a prevalent cardiomyopathy associated with excessive trabeculation and thin compact myocardium. Patients with LVNC are vulnerable to cardiac dysfunction and at high risk of sudden death. Although sporadic and inherited mutations in cardiac genes are implicated in LVNC, understanding of the mechanisms responsible for human LVNC is limited. Methods We screened the complete exome sequence database of the Pediatrics Cardiac Genomics Consortium and identified a cohort with a de novo chromodomain helicase DNA-binding protein 4 (CHD4) proband, CHD4 M202I , with congenital heart defects. We engineered a patient-specific model of CHD4 M202I (mouse CHD4 M195I ). Histological analysis, immunohistochemistry, flow cytometry, transmission electron microscopy, and echocardiography were used to analyze cardiac anatomy and function. Ex vivo culture, immunopurification coupled with mass spectrometry, transcriptional profiling, and chromatin immunoprecipitation were performed to deduce the mechanism of CHD4 M195I -mediated ventricular wall defects. Results CHD4 M195I/M195I mice developed biventricular hypertrabeculaion and noncompaction and died at birth. Proliferation of cardiomyocytes was significantly increased in CHD4 M195I hearts, and the excessive trabeculation was associated with accumulation of extracellular matrix (ECM) proteins and a reduction of ADAMTS1, an ECM protease. We rescued the hyperproliferation and hypertrabeculation defects in CHD4 M195I hearts by administration of ADAMTS1. Mechanistically, the CHD4 M195I protein showed augmented affinity to endocardial BRG1. This enhanced affinity resulted in failure of derepression of Adamts1 transcription such that ADAMTS1-mediated trabeculation termination was impaired. Conclusions Our study reveals how a single mutation in the chromatin remodeler CHD4, in mice or humans, modulates ventricular chamber maturation and that cardiac defects associated with the missense mutation CHD4 M195I can be attenuated by the administration of ADAMTS1. Clinical Perspective What Is New? A patient-specific mouse model of CHD4 M202I develops ventricular hypertrabeculation and dies at birth. Proliferation of cardiomyocytes is significantly enhanced in CHD4 M195 I mice. ADAMTS1 is significantly downregulated in CHD4 M195I mice. Close interaction between CHD4 M195I and BRG1 robustly and continuously represses Adamts1 transcription, which impairs ADAMTS1-mediated termination of trabeculation in the developing mutant heart. What Are the Clinical Implications? This study provides a unique mouse model of ventricular noncompaction cardiomyopathy that faithfully reflects human patients’ genetic condition without disturbing the target gene’s expression and localization. Transcriptional repression of ECM protease ADAMTS1 by CHD4-BRG1 interaction is detrimental to ventricular wall maturation; maintaining appropriate ADAMTS1 levels in the heart could be a promising therapeutic approach for treating ventricular noncompaction cardiomyopathy.

ABSTRACT MCM complexes are loaded onto chromosomes to license DNA replication origins in G1 phase of the cell cycle, but it is not yet known how mammalian MCM complexes are adequately distributed to both euchromatin and heterochromatin. To address this question, we combined time-lapse live-cell imaging with fixed cell immunofluorescence imaging of single human cells to quantify the relative rates of MCM loading in heterochromatin and euchromatin at different times within G1. We report here that MCM loading in euchromatin is faster than in heterochromatin in very early G1, but surprisingly, heterochromatin loading accelerates relative to euchromatin loading in middle and late G1. These different loading dynamics require ORCA-dependent differences in ORC distribution during G1. A consequence of heterochromatin origin licensing dynamics is that cells experiencing a truncated G1 phase from premature cyclin E expression enter S phase with under-licensed heterochromatin, and DNA damage accumulates preferentially in heterochromatin in the subsequent S/G2 phase. Thus G1 length is critical for sufficient MCM loading, particularly in heterochromatin, to ensure complete genome duplication and to maintain genome stability.

ABSTRACT Cyclin E/CDK2 drives cell cycle progression from G1 to S phase. Cyclin E overproduction is toxic to mammalian cells, although the gene encoding cyclin E ( CCNE1 ) is overexpressed in some cancers. To gain insight into how cancer cells tolerate high cyclin E, we extensively characterized non-transformed epithelial cells throughout a time course of chronic cyclin E overproduction. Cells overproducing human cyclin E, but not cyclin D or cyclin A, briefly experienced truncated G1 phases, then endured a transient period of DNA replication origin underlicensing, replication stress, and severely impaired proliferation. Individual cells displayed substantial intercellular heterogeneity in cell cycle dynamics and CDK activity. Each phenotype improved rapidly despite maintaining high cyclin E-associated activity. Transcriptome analysis revealed that adapted cells downregulated a cohort of G1-regulated genes. Withdrawing cyclin E induction only partially reversed the intermediate licensing phenotype of adapted cells indicating that adaptation is at least partly independent of mutations. This study provides evidence that mammalian cyclin E/CDK inhibits origin licensing by an indirect mechanism through premature S phase onset and provides further insight into the relationship between CDK activity and licensing in mammals. It serves as an example of specific oncogene adaptation that may recapitulate molecular changes during tumorigenesis.

Vascular endothelial cells regulate their cell cycle as blood vessels remodel and mature, and as they transition from active angiogenesis to quiescence. Mechanical cues provided by fluid shear stress orchestrate this transition, and laminar blood flow instigates a quiescent (G0) state and homeostasis. However, how flow-mediated quiescence is set up and maintained is poorly understood. We found that flow-mediated endothelial cell quiescence has unique properties and temporal regulation of quiescence depth. Flow-exposed endothelial cells had a distinct transcriptome, and quiescent endothelial cells re-entered the cell cycle more rapidly after extended flow exposure compared to contact inhibition, indicating a shallow quiescence depth. The cell cycle inhibitor CDKN1B (p27) was required for endothelial cell flow-mediated quiescence but was not significantly expressed after extended flow exposure. Rather, flow-exposed endothelial cells first established a deep quiescence that subsequently became shallow, and p27 levels positively correlated with these distinct quiescent states. HES1 and ID3, transcriptional repressors of p27 downstream of flow-regulated Notch and BMP signaling, were required for flow-mediated quiescence depth changes and the reduced p27 levels associated with shallow quiescence. These findings are consistent with a model whereby flow-mediated endothelial cell quiescence depth is temporally regulated downstream of transcriptional regulation of p27.

To maintain tissue homeostasis, cells transition between cell cycle quiescence and proliferation. An essential G1 process is Minichromosome Maintenance complex (MCM) loading at DNA replication origins to prepare for S phase, known as origin licensing. A p53-dependent origin licensing checkpoint normally ensures sufficient MCM loading prior to S phase entry. We used quantitative flow cytometry and live cell imaging to compare MCM loading during the long first G1 upon cell cycle entry and the shorter G1 phases in the second and subsequent cycles. We discovered that despite the longer G1 phase, the first G1 after cell cycle re-entry is significantly underlicensed. As a result, the first S phase cells are hypersensitive to replication stress. This underlicensing is from a combination of slow MCM loading with a severely compromised origin licensing checkpoint. The hypersensitivity to replication stress increases over repeated rounds of quiescence. Thus, underlicensing after cell cycle re-entry from quiescence distinguishes a higher risk cell cycle that promotes genome instability.

ABSTRACT The human cell cycle is conventionally depicted as a five-phase model consisting of four proliferative phases (G1, S, G2, M) and a single state of arrest (G0). However, recent studies show that individual cells can take different paths through the cell cycle and exit into distinct arrest states, thus necessitating an update to the canonical model. We combined time lapse microscopy, highly multiplexed single cell imaging and manifold learning to determine the underlying “structure” of the human cell cycle under multiple growth and arrest conditions. By visualizing the cell cycle as a complete biological process, we identified multiple points of divergence from the proliferative cell cycle into distinct states of arrest, revealing multiple mechanisms of cell cycle exit and re-entry and the molecular routes to senescence, endoreduplication and polyploidy. These findings enable the visualization and comparison of alternative cell cycles in development and disease. One-sentence summary A systems-level view of single-cell states reveals the underlying architecture of the human cell cycle

The CMG helicase (CDC45-MCM2-7-GINS) unwinds DNA as a component of eukaryotic replisomes. Replisome (dis)assembly is tightly coordinated with cell cycle progression to ensure genome stability. However, factors that prevent premature CMG unloading and replisome disassembly are poorly described. Since disassembly is catalyzed by ubiquitination, deubiquitinases (DUBs) represent attractive candidates for safeguarding against untimely and deleterious CMG unloading. We combined a targeted loss-of-function screen with quantitative, single-cell analysis to identify human USP37 as a key DUB preventing replisome disassembly. We demonstrate that USP37 maintains active replisomes on S-phase chromatin and promotes normal cell cycle progression. Proteomics and enzyme assays revealed USP37 interacts with the CMG complex to deubiquitinate MCM7, thus antagonizing replisome disassembly. Significantly, USP37 protects normal epithelial cells from oncoprotein-induced replication stress. Our findings reveal USP37 to be critical to the maintenance of replisomes in S-phase and suggest USP37-targeting as a potential strategy for treating malignancies with defective DNA replication control.