The biological activity of scaffolds used in tissue engineering applications hypothetically depends on the density of available ligands, scaffold sites at which specific cell binding occurs. Ligand density is characterized by the composition of the scaffold, which defines the surface density of ligands, and by the specific surface area of the scaffold, which defines the total surface of the structure exposed to the cells. It has been previously shown that collagen–glycosaminoglycan (CG) scaffolds used for studies of skin regeneration were inactive when the mean pore size was either lower than 20 μm or higher than 120 μm (Proc. Natl. Acad. Sci., USA 86(3) (1989) 933). To study the relationship between cell attachment and viability in scaffolds and the scaffold structure, CG scaffolds with a constant composition and solid volume fraction (0.005), but with four different pore sizes corresponding to four levels of specific surface area were manufactured using a lyophilization technique. MC3T3-E1 mouse clonal osteogenic cells were seeded onto the four scaffold types and maintained in culture. At the experimental end point (24 or 48 h), the remaining viable cells were counted to determine the percent cell attachment. A significant difference in viable cell attachment was observed in scaffolds with different mean pore sizes after 24 and 48 h; however, there was no significant change in cell attachment between 24 and 48 h for any group. The fraction of viable cells attached to the CG scaffold decreased with increasing mean pore size, increasing linearly (R2=0.95, 0.91 at 24 and 48 h, respectively) with the specific surface area of the scaffold. The strong correlation between the scaffold specific surface area and cell attachment indicates that cell attachment and viability are primarily influenced by scaffold specific surface area over this range (95.9–150.5 μm) of pore sizes for MC3T3 cells.

The existence of a haematopoietic stem cell niche as a spatially confined regulatory entity relies on the notion that haematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) are strategically positioned in unique bone marrow microenvironments with defined anatomical and functional features. Here, we employ a powerful imaging cytometry platform to perform a comprehensive quantitative analysis of HSPC distribution in bone marrow cavities of femoral bones. We find that HSPCs preferentially localize in endosteal zones, where most closely interact with sinusoidal and non-sinusoidal bone marrow microvessels, which form a distinctive circulatory system. In situ tissue analysis reveals that HSPCs exhibit a hypoxic profile, defined by strong retention of pimonidazole and expression of HIF- 1α, regardless of localization throughout the bone marrow, adjacency to vascular structures or cell-cycle status. These studies argue that the characteristic hypoxic state of HSPCs is not solely the result of a minimally oxygenated niche but may be partially regulated by cell-specific mechanisms. Haematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) are found in unique bone marrow microenvironments. Silberstein and colleagues use imaging cytometry to quantitatively determine HSPC distribution in femoral bones. They find that HSPCs are in endosteal zones, in close proximity to specialized microvessels, and that they appear in a hypoxic state whether or not they are close to the vasculature.

Tissue engineering scaffolds are used extensively as three-dimensional analogs of the extracellular matrix (ECM). However, less attention has been paid to characterizing the scaffold microstructure and mechanical properties than to the processing and bioactivity of scaffolds. Collagen–glycosaminoglycan (CG) scaffolds have long been utilized as ECM analogs for the regeneration of skin and are currently being considered for the regeneration of nerve and conjunctiva. Recently a series of CG scaffolds with a uniform pore microstructure has been developed with a range of sizes of equiaxed pores. Experimental characterization and theoretical modeling techniques have previously been used to describe the pore microstructure, specific surface area, cell attachment and permeability of these variants. The results of tensile and compressive tests on these CG scaffolds and of bending tests on the individual struts that define the scaffold network are reported here. The CG scaffold variants exhibited stress–strain behavior characteristic of low-density, open-cell foams with distinct linear elastic, collapse plateau and densification regimes. Scaffolds with equiaxed pores were found to be mechanically isotropic. The independent effects of hydration level, pore size, crosslink density and relative density on the mechanical properties was determined. Independent control over scaffold stiffness and pore size was obtained. Good agreement was observed between experimental results of scaffold mechanical characterization and low-density, open-cell foam model predictions for uniform scaffolds. The characterized scaffold variants provide a standardized framework with defined extracellular environments (microstructure, mechanics) for in vitro studies of the mechanical interactions between cells and scaffolds as well as in vivo tissue engineering studies.

Abstract

 Cell migration plays a critical role in a wide variety of physiological and pathological phenomena as well as in scaffold-based tissue engineering. Cell migration behavior is known to be governed by biochemical stimuli and cellular interactions. Biophysical processes associated with interactions between the cell and its surrounding extracellular matrix may also play a significant role in regulating migration. Although biophysical properties of two-dimensional substrates have been shown to significantly influence cell migration, elucidating factors governing migration in a three-dimensional environment is a relatively new avenue of research. Here, we investigate the effect of the three-dimensional microstructure, specifically the pore size and Young's modulus, of collagen-glycosaminoglycan scaffolds on the migratory behavior of individual mouse fibroblasts. We observe that the fibroblast migration, characterized by motile fraction as well as locomotion speed, decreases as scaffold pore size increases across a range from 90 to 150μm. Directly testing the effects of varying strut Young's modulus on cell motility showed a biphasic relationship between cell speed and strut modulus and also indicated that mechanical factors were not responsible for the observed effect of scaffold pore size on cell motility. Instead, in-depth analysis of cell locomotion paths revealed that the distribution of junction points between scaffold struts strongly modulates motility. Strut junction interactions affect local directional persistence as well as cell speed at and away from the junctions, providing a new biophysical mechanism for the governance of cell motility by the extracellular microstructure.

The permeability of scaffolds and other three-dimensional constructs used for tissue engineering applications is important as it controls the diffusion of nutrients in and waste out of the scaffold as well as influencing the pressure fields within the construct. The objective of this study was to characterize the permeability/fluid mobility of collagen-GAG scaffolds as a function of pore size and compressive strain using both experimental and mathematical modeling techniques. Scaffolds containing four distinct mean pore sizes (151, 121, 110, 96 microns) were fabricated using a freeze-drying process. An experimental device was constructed to measure the permeability of the scaffold variants at different levels of compressive strain (0, 14, 29 and 40% while a low-density open-cell foam cellular solids model utilizing a tetrakaidecahedral unit cell was used to accurately model the permeability of each scaffold variant at all level of applied strain. The results of both the experimental and the mathematical analysis revealed that scaffold permeability increases with increasing pore size and decreases with increasing compressive strain. The excellent comparison between experimentally measured and predicted scaffold permeability suggests that cellular solids modelling techniques can be utilized to predict scaffold permeability under a variety of physiological loading conditions as well as to predict the permeability of future scaffolds with a wide variety of pore microstructures.

ABSTRACT As the lining of the uterus and site of blastocyst implantation, the endometrium is a dynamic tissue that undergoes rapid cycles of growth, breakdown, and remodeling each menstrual cycle. Significant vascular remodeling is also driven by trophoblast cells that form the outer layer of the blastocyst. Trophoblast invasion and remodeling enhance blood flow to the embryo ahead of placentation. Insight into endometrial vascular remodeling and trophoblast invasion would provide key insights into endometrial physiology and cellular interactions critical for establishment of pregnancy. The objective for this study was to develop a tissue engineering platform to investigate processes of endometrial angiogenesis and trophoblast invasion in a 3D environment. We report adaptation of a methacrylamide-functionalized gelatin hydrogel that presents matrix stiffness in the range of the native tissue. Further, the hydrogel supports the formation of stable endometrial endothelial cell networks and attachment of a stratified endometrial epithelial cell layer, enables culture of a hormone-responsive stromal compartment, and provides the capacity to monitor the kinetics of trophoblast invasion. With these studies, we provide a series of techniques that will instruct researchers in the development of endometrial models of increasing complexity.

Abstract Biomaterials that replicate patterns of microenvironmental signals from the stem cell niche offer the potential to refine platforms to regulate stem cell behavior. While significant emphasis has been placed on understanding the effects of biophysical and biochemical cues on stem cell fate, vascular-derived or angiocrine cues offer an important alternative signaling axis for biomaterial-based stem cell platforms. Elucidating dose-dependent relationships between angiocrine cues and stem cell fate are largely intractable in animal models and two-dimensional cell culture. In this study, we leverage microfluidic mixing devices to generate three-dimensional hydrogels containing lateral gradients in vascular density alongside murine hematopoietic stem cells (HSCs). Regional differences in vascular density can be generated via embossed gradients in cell, matrix, or growth factor density. HSCs co-cultured alongside vascular gradients reveal spatial patterns of HSC phenotype in response to angiocrine signals. Notably, decreased Akt signaling in high vessel density regions led to increased expansion of lineage-positive hematopoietic cells. This approach offers a combinatorial tool to rapidly screen a continuum of microenvironments with varying vascular, biophysical, and biochemical cues to reveal the influence of local angiocrine signals on HSC fate.

Abstract The endometrium undergoes rapid cycles of vascular growth, remodeling, and breakdown during the menstrual cycle and pregnancy. Decidualization is an endometrial differentiation process driven by steroidal sex hormones that is critical for blastocyst-uterine interfacing and blastocyst implantation. Certain pregnancy disorders may be linked to decidualization processes. However, much remains unknown regarding the role of decidualization and reciprocal trophoblast-endometrial interactions on endometrial angiogenesis and trophoblast invasion. Here, we report an artificial endometrial perivascular niche embedded in gelatin methacrylol hydrogels that displays morphological and functional patterns of decidualization. We show vessel complexity and soluble factor secretion are sensitive to decidualization and affect trophoblast motility. Importantly, we demonstrate the engineered perivascular niche can be combined with epithelial cultures to form a stratified endometrial model. This artificial perivascular niche provides a well-characterized platform to investigate dynamic changes in angiogenesis in response to pathological and physiological endometrial states. Teaser We describe an endometrial vessel model to understand endometrial vasculature in the menstrual cycle and pregnancy.

Abstract Hematopoietic stem cells (HSCs) reside in the bone marrow within discrete niches defined by a complex milieu of external signals including biophysical cues, bound and diffusible biomolecules, and heterotypic cell-cell interactions. Recent studies have shown the importance of autocrine-mediated feedback of cell-secreted signals and the interplay between matrix architecture and biochemical diffusion on hematopoietic stem cell activity. Autocrine and paracrine signaling from HSCs and niche-associated mesenchymal stromal cells (MSCs) have both been suggested to support HSC maintenance in vivo and in vitro . Here we report the development of a library of methacrylamide-functionalized gelatin (GelMA) hydrogels to explore the balance between autocrine feedback and paracrine signals from co-encapsulated murine bone marrow MSCs on murine HSCs. The use of a degradable GelMA hydrogel enables the possibility for significant MSC-mediated remodeling, yielding dynamic shifts in the matrix environment surrounding HSCs. We identify a combination of an initially low-diffusivity hydrogel and a 1:1 HSPC:MSC seeding ratio as conducive to enhanced HSC population maintenance and quiescence. Further, gene expression and serial mechanical testing data suggests that MSC-mediated matrix remodeling is significant for the long-term HSC culture, reducing HSC autocrine feedback and potentially enhancing MSC-mediated signaling over 7-day culture in vitro . This work demonstrates the design of an HSC culture system that couples initial hydrogel properties, MSC co-culture, and concepts of dynamic reciprocity mediated by MSC remodeling to achieve enhanced HSC maintenance. One Sentence Summary Coupling effects of hydrogel biotransport, heterotypic cell culture, and matrix remodeling enhances hematopoietic stem cell culture and quiescence.

SUMMARY Trophoblast invasion is a complex biological process necessary for establishment of pregnancy; however, much remains unknown regarding what signaling factors coordinate the extent of invasion. Pregnancy-specific glycoproteins (PSGs) are some of the most abundant circulating trophoblastic proteins in maternal blood during human pregnancy, with maternal serum concentrations rising to as high as 200-400 μg/mL at term. Here, we employ three-dimensional (3D) trophoblast motility assays consisting of trophoblast spheroids encapsulated in 3D gelatin hydrogels to quantify trophoblast outgrowth area, viability, and cytotoxicity in the presence of PSG1 and PSG9 as well as epidermal growth factor and Nodal. We show PSG9 reduces trophoblast motility whereas PSG1 increases motility. Further, we assess bulk nascent protein production by encapsulated spheroids to highlight the potential of this approach to assess trophoblast response (motility, remodeling) to soluble factors and extracellular matrix cues. Such models provide an important platform to develop a deeper understanding of early pregnancy. Graphical Abstract