Abstract The activation or repression of a gene’s expression is primarily controlled by changes in the proteins that occupy its regulatory elements. The most common method to identify proteins associated with genomic loci is chromatin immunoprecipitation (ChIP). While having greatly advanced our understanding of gene expression regulation, ChIP requires specific, high quality, IP-competent antibodies against nominated proteins, which can limit its utility and scope for discovery. Thus, a method able to discover and identify proteins associated with a particular genomic locus within the native cellular context would be extremely valuable. Here, we present a novel technology combining recent advances in chemical biology, genome targeting, and quantitative mass spectrometry to develop genomic locus proteomics, a method able to identify proteins which occupy a specific genomic locus.

The O- GlcNAc transferase OGT interacts robustly with all three mammalian TET methylcytosine dioxygenases. We show here that deletion of the Ogt gene in mouse embryonic stem cells (mESC) results in a widespread increase in the TET product 5-hydroxymethylcytosine (5hmC) in both euchromatic and heterochromatic compartments, with concomitant reduction of the TET substrate 5-methylcytosine (5mC) at the same genomic regions. mESC engineered to abolish the TET1-OGT interaction likewise displayed a genome-wide decrease of 5mC. DNA hypomethylation in OGT-deficient cells was accompanied by de-repression of transposable elements (TEs) predominantly located in heterochromatin, and this increase in TE expression was sometimes accompanied by increased cis -expression of genes and exons located 3' of the expressed TE. Thus, the TET-OGT interaction prevents DNA demethylation and TE expression in heterochromatin by restraining TET activity genome-wide. We suggest that OGT protects the genome against DNA hypomethylation and impaired heterochromatin integrity, preventing the aberrant increase in TE expression observed in cancer, autoimmune-inflammatory diseases, cellular senescence and ageing.

Abstract ASXL1 is one of the three most frequently mutated genes in age-related clonal hematopoiesis (CH), with the others being DNMT3A and TET2 1,2 . CH can progress to myeloid malignancies including chronic monomyelocytic leukemia (CMML), and is also strongly associated with inflammatory cardiovascular disease and all-cause mortality in humans 3,4,5 . DNMT3A and TET2 regulate DNA methylation and demethylation pathways respectively 6,7 , and DNMT3A and TET2 loss-of-function mutations in CH reduce DNA methylation in heterochromatin, allowing de-repression of silenced elements in heterochromatin 8,9,10 . In contrast, the mechanisms that connect mutant ASXL1 and CH are not yet fully understood. CH/CMML-associated ASXL1 mutations encode C-terminally truncated proteins that enhance the deubiquitinase activity of the ASXL-BAP1 “PR-DUB” deubiquitinase complex, which removes mono-ubiquitin from H2AK119Ub 11,12,13 . Here we show that ASXL1 mutant proteins interact with the EHMT1-EHMT2 methyltransferase complex, which generates H3K9me1 and me2, the latter a repressive modification in constitutive heterochromatin. Compared to cells from age-matched wildtype mice, we found that expanded myeloid cells from old ( > 18-month-old) Asxl1tm/+ mice 14 , a heterozygous knock-in mouse model of CH, display genome-wide decreases of H3K9me2, H3K9me3 and H2AK119Ub as well as an associated increase in expression of transposable elements (TEs) and satellite repeats. Increased TE expression was also observed in monocytes from ASXL1 -mutant CMML patients compared to monocytes from healthy control individuals. Our data suggest that mutant ASXL1 proteins compromise the integrity of both constitutive and facultative heterochromatin in an age-dependent manner, by reducing the levels of H3K9me2/3 and H2AK119Ub respectively. The resulting increase in TE expression can alter the expression of nearby genes and promote the expression of inflammation-associated and interferon-inducible genes (ISGs).

ABSTRACT The protozoan parasite, Trichomonas vaginalis (Tv) causes trichomoniasis, the most common, non-viral, sexually transmitted infection in the world. Only two closely related drugs are approved for its treatment. The accelerating emergence of resistance to these drugs and lack of alternative treatment options poses an increasing threat to public health. There is an urgent need for novel effective anti-parasitic compounds. The proteasome is a critical enzyme for T. vaginalis survival and was validated as a drug target to treat trichomoniasis. However, to develop potent inhibitors of the T. vaginalis proteasome, it is essential that we understand which subunits should be targeted. Previously, we identified two fluorogenic substrates that were cleaved by T. vaginalis proteasome, however after isolating the enzyme complex and performing an in-depth substrate specificity study, we have now designed three fluorogenic reporter substrates that are each specific for one catalytic subunit. We screened a library of peptide epoxyketone inhibitors against the live parasite and evaluated which subunits are targeted by the top hits. Together we show that targeting of the β5 subunit of T. vaginalis is sufficient to kill the parasite, however, targeting of β5 plus either β1 or β2 results in improved potency.

Unbiased chemical biology strategies for direct readout of protein interactome remodelling by small molecules provide advantages over target-focused approaches, including the ability to detect previously unknown targets, and the inclusion of chemical off-compete controls leading to high-confidence identifications. We describe the BioTAC system, a small-molecule guided proximity labelling platform, to rapidly identify both direct and complexed small molecule binding proteins. The BioTAC system overcomes a limitation of current approaches, and supports identification of both inhibitor bound and molecular glue bound complexes.

Much attention has focussed on conversion of human pluripotent stem cells (PSC) to a more naive developmental status. Here we provide a method for resetting via transient histone deacetylase inhibition. The protocol is effective across multiple PSC lines and can proceed without karyotype change. Reset cells can be expanded without feeders with a doubling time of around 24 hours. Tankyrase inhibition stabilises the resetting process. The transcriptome of reset cells diverges markedly from primed PSC and shares features with human inner cell mass (ICM). Reset cells activate expression of primate-specific transposable elements. DNA methylation is globally reduced to the level in the ICM but is non-random, with gain of methylation at specific loci. Methylation imprints are mostly lost, however. Reset cells can be re-primed to undergo tri-lineage differentiation and germline specification. In female reset cells, appearance of bi-allelic X-linked gene transcription indicates re-activation of the silenced X chromosome. On re-conversion to primed status, XIST-induced silencing restores monoallelic gene expression. The facile and robust conversion routine with accompanying data resources will enable widespread utilisation, interrogation, and refinement of candidate naive cells.

Mass spectrometry with data-independent acquisition (DIA) has emerged as a promising method to greatly improve the comprehensiveness and reproducibility of targeted and discovery proteomics, in theory systematically measuring all peptide precursors within a biological sample. Despite the technical maturity of DIA, the analytical challenges involved in discriminating between peptides with similar sequences in convoluted spectra have limited its applicability in important cases, such as the detection of single-nucleotide polymorphisms and alternative site localizations in phosphoproteomics data. We have developed Specter, an open-source software tool that uses linear algebra to deconvolute DIA mixture spectra directly in terms of a spectral library, circumventing the problems associated with typical fragment correlation-based approaches. We validate the sensitivity of Specter and its performance relative to other methods by means of several complex datasets, and show that Specter is able to successfully analyze cases involving highly similar peptides that are typically challenging for DIA analysis methods.

Signaling pathways that drive gene expression are typically depicted as having a dozen or so landmark phosphorylation and transcriptional events. In reality, thousands of dynamic post-translational modifications (PTMs) orchestrate nearly every cellular function, and we lack technologies to find causal links between these vast biochemical pathways and genetic circuits at scale. Here, we describe "signaling-to-transcription network" mapping through the development of PTM-centric base editing coupled to phenotypic screens, directed by temporally-resolved phosphoproteomics. Using T cell activation as a model, we observe hundreds of unstudied phosphorylation sites that modulate NFAT transcriptional activity. We identify the phosphorylation-mediated nuclear localization of the phosphatase PHLPP1 which promotes NFAT but inhibits NFκB activity. We also find that specific phosphosite mutants can alter gene expression in subtle yet distinct patterns, demonstrating the potential for fine-tuning transcriptional responses. Overall, base editor screening of PTM sites provides a powerful platform to dissect PTM function within signaling pathways.

RNA-protein interactions underlie a wide range of cellular processes. Improved methods are needed to systematically map RNA-protein interactions in living cells in an unbiased manner. Capitalizing on the ability of the engineered peroxidase APEX2 to identify protein interaction partners via proximity-dependent biotinylation, we used two approaches to target APEX2 to specific cellular RNAs. Both an MS2-MCP system and an engineered CRISPR-Cas13 system were able to deliver APEX2 to the human telomerase RNA hTR with high specificity. One-minute proximity biotinylation captured endogenous protein interaction partners of hTR, including more than a dozen proteins not previously linked to hTR. We validated the unexpected interaction between hTR and the N6-methyladenosine (m6A) demethylase ALKBH5. Further investigation showed that endogenous hTR is modified by m6A, which can be erased by ALKBH5, and that ALKBH5 influences both telomerase complex assembly and activity. These results highlight the ability of MS2- and Cas13-targeted APEX2 to identify novel RNA-protein interactions in living cells.

Abstract Proximity labeling (PL) with genetically-targeted promiscuous enzymes has emerged as a powerful tool for unbiased proteome discovery. By combining the spatiotemporal specificity of PL with methods for functional protein enrichment, it should be possible to map specific protein subclasses within distinct compartments of living cells. Here we demonstrate this capability for RNA binding proteins (RBPs), by combining peroxidase-based PL with organic-aqueous phase separation of crosslinked protein-RNA complexes (“APEX-PS”). We validated APEX-PS by mapping nuclear RBPs, then applied it to uncover the RBPomes of two unpurifiable subcompartments - the nucleolus and the outer mitochondrial membrane (OMM). At the OMM, we discovered the RBP SYNJ2BP, which retains specific nuclear-encoded mitochondrial mRNAs during translation stress, to promote their local translation and import of protein products into the mitochondrion during stress recovery. APEX-PS is a versatile tool for compartment-specific RBP discovery and expands the scope of PL to functional protein mapping. Graphic Abstract