The ribosome is the central hub for protein synthesis and the target of many antibiotics. Whereas the majority of ribosome-targeting antibiotics inhibit protein synthesis and are bacteriostatic, aminoglycosides promote protein mistranslation and are bactericidal. Understanding the resistance mechanisms of bacteria against aminoglycosides is not only vital for improving the efficacy of this critically important group of antibiotics but also crucial for studying the molecular basis of translational fidelity. In this work, we analyzed Salmonella mutants evolved in the presence of the aminoglycoside streptomycin (Str) and identified a novel gene rimP to be involved in Str resistance. RimP is a ribosome assembly factor critical for the maturation of the 30S small subunit that binds Str. Deficiency in RimP increases resistance against Str and facilitates the development of even higher resistance. Deleting rimP decreases mistranslation and cellular uptake of Str, and further impairs flagellar motility. Our work thus highlights a previously unknown mechanism of aminoglycoside resistance via defective ribosome assembly.

The RNA exosome is an evolutionarily conserved exoribonuclease complex that consists of a 3-subunit cap, a 6-subunit barrel-shaped core, and a catalytic base subunit. Missense mutations in genes encoding structural subunits of the RNA exosome cause a growing family of diseases with diverse pathologies, collectively termed RNA exosomopathies. The disease symptoms vary and can manifest as neurological defects or developmental disorders. The diversity of the RNA exosomopathy pathologies suggests that the different missense mutations in structural genes result in distinct in vivo consequences. To investigate these functional consequences and distinguish whether they are unique to each RNA exosomopathy mutation, we generated a collection of in vivo models using budding yeast by introducing pathogenic missense mutations in orthologous S. cerevisiae genes. We then performed a comparative RNA-seq analysis to assess broad transcriptomic changes in each mutant model. Three of the mutant models rrp4-G226D, rrp40-W195R and rrp46-L191H, which model mutations in the genes encoding structural subunits of the RNA exosome, EXOSC2, EXOSC3 and EXOSC5 showed the largest transcriptomic differences. Further analyses revealed shared increased transcripts enriched in translation or ribosomal RNA modification/processing pathways across the three mutant models. Studies of the impact of the mutations on translation revealed shared defects in ribosome biogenesis but distinct impacts on translation. Collectively, our results provide the first comparative analysis of several RNA exosomopathy mutant models and suggest that different RNA exosomopathy mutations result in in vivo consequences that are both unique and shared across each variant, providing more insight into the biology underlying each distinct pathology.

Inflammatory bowel disease (IBD) is a broad term for a range of chronic intestinal disorders, including Crohn’s disease and ulcerative colitis. The global prevalence of IBD is rising, with over one million patients affected in the US alone. Adherent-invasive E. coli (AIEC) is a pathobiont frequently found in IBD biopsies. AIEC adhere to and invade epithelial cells, and can survive inside phagocytes in vitro. However, how AIEC contribute to IBD in vivo remains unclear. Here, we established a larval zevbrafish (Danio rerio) model to study the interplay between pre-existing intestinal inflammation and AIEC colonization of the gut. We used the pro-inflammatory drug dextran sulfate sodium (DSS) to induce colitis. This was followed by food-borne infection of larvae with AIEC using the protozoan Paramecium caudatum, a natural prey, as a vehicle. We show that AIEC more robustly colonizes the zebrafish gut, and persists for longer, compared to non-pathogenic E. coli. In addition, DSS induced colitis increases both bacterial burden and persistence in the larval gut. We benchmark our model against existing rodent models using two mutants deficient in the known AIEC virulence factors FimH and IbeA, which have virulence defects in both rodent and the larval zebrafish model. Finally, we show that AIEC colonization exacerbates DSS induced colitis and prevents recovery from inflammation. In conclusion, we established a high-throughput, genetically tractable model to study AIEC–host interactions in the context of chronic inflammation.

Some eukaryotic pre-tRNAs contain an intron that is removed by a dedicated set of enzymes. Intron-containing pre-tRNAs are cleaved by tRNA splicing endonuclease (TSEN), followed by ligation of the two exons and release of the intron. Fungi use a "heal and seal" pathway that requires three distinct catalytic domains of the tRNA ligase enzyme, Trl1. In contrast, humans use a "direct ligation" pathway carried out by RTCB, an enzyme completely unrelated to Trl1. Because of these mechanistic differences, Trl1 has been proposed as a promising drug target for fungal infections. To validate Trl1 as a broad-spectrum drug target, we show that fungi from three different phyla contain Trl1 orthologs with all three domains. This includes the major invasive human fungal pathogens, and these proteins each can functionally replace yeast Trl1. In contrast, species from the order Mucorales, including the pathogens Rhizopus arrhizus and Mucor circinelloides, contain an atypical Trl1 that contains the sealing domain, but lack both healing domains. Although these species contain fewer tRNA introns than other pathogenic fungi, they still require splicing to decode three of the 61 sense codons. These sealing-only Trl1 orthologs can functionally complement defects in the corresponding domain of yeast Trl1 and use a conserved catalytic lysine residue. We conclude that Mucorales use a sealing-only enzyme together with unidentified non-orthologous healing enzymes for their heal and seal pathway. This implies that drugs that target the sealing activity are more likely to be broader-spectrum antifungals than drugs that target the healing domains.

The RNA exosome is an essential ribonuclease complex involved in the processing and degradation of both coding and noncoding RNAs. We present three patients with biallelic variants in EXOSC5 , which encodes a structural subunit of the RNA exosome. The common clinical features of these patients comprise failure to thrive, short stature, feeding difficulties, developmental delays that affect motor skills, hypotonia and esotropia. Brain MRI revealed cerebellar hypoplasia and ventriculomegaly. The first patient had a deletion involving exons 5-6 of EXOSC5 and a missense variant, p.Thr114Ile, that were inherited in trans, the second patient was homozygous for p.Leu206His, and the third patient had paternal isodisomy for chromosome 19 and was homozygous for p.Met148Thr. We employed three complementary approaches to explore the requirement for EXOSC5 in brain development and assess the functional consequences of pathogenic variants in EXOSC5 . Loss of function for the zebrafish ortholog results in shortened and curved tails and bodies, reduced eye and head size and edema. We modeled pathogenic EXOSC5 variants in both budding yeast and mammalian cells. Some of these variants show defects in RNA exosome function as well as altered interactions with other RNA exosome subunits. Overall, these findings expand the number of genes encoding RNA exosome components that have been implicated in human disease, while also suggesting that disease mechanism varies depending on the specific pathogenic variant.

Many eukaryotes use alternative splicing to express multiple proteins from the same gene. However, while the majority of mammalian genes are alternatively spliced, other eukaryotes use this process less frequently. The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has been successfully used to study the mechanism of splicing and the splicing machinery, but alternative splicing in yeast is relatively rare and has not been extensively studied. We have recently shown that the alternative splicing of SKI7/HBS1 is widely conserved, but that yeast and a few other eukaryotes have replaced this one alternatively spliced gene with a pair of duplicated unspliced genes as part of a whole genome doubling (WGD). Here we show that other examples of alternative splicing that were previously found to have functional consequences are widely conserved within the Saccharomycotina. We also show that the most common mechanism by which alternative splicing has disappeared is by the replacement of an alternatively spliced gene with duplicate genes. Saccharomycetaceae that diverged before WGD use alternative splicing more frequently than S. cerevisiae. This suggests that the WGD is a major reason for the low frequency of alternative splicing in yeast. We anticipate that whole genome doublings in other lineages may have had the same effect.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.

ABSTRACT Faithful degradation of mRNAs is a critical step in gene expression, and eukaryotes share a major conserved mRNA decay pathway. In this major pathway, the two rate determining steps in mRNA degradation are the initial gradual removal of the poly(A) tail, followed by removal of the cap structure. Removal of the cap structure is carried out by the decapping enzyme, containing the Dcp2 catalytic subunit. While the mechanism and regulation of mRNA decay is well-understood, the consequences of defects in mRNA degradation are less clear. Dcp2 has been reported as either essential or nonessential. Here we clarify that Dcp2 is essential for continuous growth and use experimental evolution to identify suppressors of this essentiality. We show that null mutations in at least three different are each sufficient to restore viability to a dcp2 Δ, of which kap123 Δ and tl(gag)g Δ appear the most specific. Unlike previously reported suppressors of decapping defects, these suppressor do not restore decapping or mRNA decay to normal rates, but instead allow survival while only modestly affecting transcriptome homeostasis. These effects are not limited to mRNAs, but extend to ncRNAs including snoRNAs and XUTs. These results provide important new insight into the importance of decapping and resolves previously conflicting publications about the essentiality of DCP2 .

RNA exosomopathies, a growing family of tissue-specific diseases, are linked to missense mutations in genes encoding the structural subunits of the conserved 10-subunit exoribonuclease complex, the RNA exosome. Such mutations in the cap subunit gene cause the novel syndrome SHRF ( hort stature, earing loss, etinitis pigmentosa and distinctive acies). In contrast, exosomopathy mutations in the cap subunit gene cause pontocerebellar hypoplasia type 1b (PCH1b). Though having strikingly different disease pathologies, and exosomopathy mutations result in amino acid substitutions in similar, conserved domains of the cap subunits, suggesting that these exosomopathy mutations have distinct consequences for RNA exosome function. We generated the first model of the SHRF pathogenic amino acid substitutions using budding yeast by introducing the mutations in the orthologous gene . The resulting mutant cells have defects in cell growth and RNA exosome function. We detect significant transcriptomic changes in both coding and non-coding RNAs in the variant, , which models p.Gly198Asp. Comparing this mutant to the previously studied model of PCH1b mutation, , reveals that these mutants have disparate effects on certain RNA targets, providing the first evidence for different mechanistic consequences of these exosomopathy mutations. Congruently, we detect specific negative genetic interactions between RNA exosome cofactor mutants and but not . These data provide insight into how SHRF mutations could alter the function of the RNA exosome and allow the first direct comparison of exosomopathy mutations that cause distinct pathologies.