The measurement of key molecules in individual cells with minimal disruption to the biological milieu is the next frontier in single-cell analyses. Nanoscale devices are ideal analytical tools because of their small size and their potential for high spatial and temporal resolution recordings. Here, we report the fabrication of disk-shaped carbon nanoelectrodes whose radius can be precisely tuned within the range 5-200 nm. The functionalization of the nanoelectrode with platinum allowed the monitoring of oxygen consumption outside and inside a brain slice. Furthermore, we show that nanoelectrodes of this type can be used to impale individual cells to perform electrochemical measurements within the cell with minimal disruption to cell function. These nanoelectrodes can be fabricated combined with scanning ion conductance microscopy probes, which should allow high resolution electrochemical mapping of species on or in living cells.

ABSTRACT Nanopore systems have emerged as a leading platform for the analysis of biomolecular complexes with single molecule resolution. However, the analysis of several analytes like short nucleic acids or proteins with nanopores represents a sensitivity challenge, because their translocation lead to small signals difficult to distinguish from the noise. Here, we report a simple method to enhance the signal to noise ratio in nanopore experiments by a simple modification of the solution used in nanopore sensing. The addition of poly-ethylene glycol (PEG) and the careful selection of the supporting electrolyte leads to large signal enhancement. We observed that the translocation dynamics are in good agreement with an established method that uses the lattice energy of an electrolyte to approximate the affinity of an ion to PEG. We identified CsBr as the optimal supporting electrolyte to complement PEG to enable the analysis of dsDNA at 500 kHz bandwidth, and the detection of dsDNA as short as 75 bp.

ABSTRACT Single-cell RNA sequencing has revolutionised our understanding of cellular heterogeneity, but whether using isolated cells or more recent spatial transcriptomics approaches, these methods require isolation and lysis of the cell under investigation. This provides a snapshot of the cell transcriptome from which dynamic trajectories, such as those that trigger cell state transitions, can only be inferred. Here, we present cellular nanobiopsy: a platform that enables simultaneous labelling and sampling from a single cell without killing it. The technique is based on scanning ion conductance microscopy (SICM) and uses a double-barrel nanopipette to inject a fluorescent dye and to extract femtolitre-volumes of cytosol. We used the nanobiopsy to longitudinally profile the transcriptome of single glioblastoma (GBM) brain tumour cells in vitro over 72hrs with and without standard treatment. Our results suggest that treatment either induces or selects for more transcriptionally stable cells. We envision the nanobiopsy will transform standard single-cell transcriptomics from a static analysis into a dynamic and temporal assay.

Abstract DNA origami synthesis is a well-established technique and has been employed in various applications. The synthesised origami must be purified to eliminate the excess materials such as DNA oligos and other molecules. While several purification techniques are routinely used, they all have limitations, and none can be automated to simultaneously handle large numbers and quantities of samples. Here we introduce the use of solid-phase immobilisation (SPRI) beads as an easy-to-adopt, scalable, high-throughput and automation-compatible method to purify DNA origami. Not only can this method remove excess oligos and biomolecules with comparable yield to existing methods while maintaining high structural integrity of the origami, but it also allows an automated workflow to simultaneously purify large numbers of samples within a limited time. We envision that the SPRI beads purification approach will improve the scalability of DNA nanostructures synthesis both for research and commercial applications.

ABSTRACT Solid-state nanopores have been widely employed in the detection of biomolecules, but low signal-to-noise ratios still represent a major obstacle to enable the discrimination of short nucleic acid and protein sequences. The addition of 50% polyethylene glycol (PEG) to the bath solution was recently demonstrated as a simple way to enhance the detection of such biomolecules translocating through a model solid-state nanopore. Here, we provide a comprehensive description of the physics describing a nanopore measurement carried out in 50% PEG that is supported by finite-element modelling and experiments. We demonstrate that the addition of PEG to the external solution introduces a strong imbalance in the transport properties of cations and anions, drastically affecting the characteristic current response of the nanopore. We further show that the strong asymmetric current response is due to a polarity-dependent ion distribution and transport at the nanopipette tip region, leading to either ion depletion or enrichment for few tens of nanometers across the aperture. Under negative potential, when double-stranded DNA molecules translocate, the depleted region (sensing region) significantly improves the sensitivity compared to systems without PEG. We then introduce a displacement of the interface between pore and external solution to simulate the mechanical interactions between analyte and PEG molecules. We found that this displacement affects the ion distribution in the sensing region, enhancing the detection current during the translocation of biomolecules.

Abstract Nanopores hold great potential for the analysis of complex biological molecules at the single entity level. One particularly interesting macromolecular machine is the ribosome, responsible for translating mRNA into proteins. In this study, we use a solid-state nanopore to fingerprint 80S ribosomes and polysomes from a human neuronal cell line and, Drosophila melanogaster cultured cells and ovaries. Specifically, we show that the peak amplitude and dwell time characteristics of 80S ribosomes are distinct from polysomes and can be used to discriminate ribosomes from polysomes in mixed samples. Moreover, we are able to distinguish large polysomes, containing more than 7 ribosomes, from those containing 2-3 ribosomes, and demonstrate a correlation between polysome size and peak amplitude. This study highlights the application of solid-state nanopores as a rapid analytical tool for the detection and characterization of ribosomal complexes.

ABSTRACT Nanopore sensing is a technique based on the Coulter principle to analyze and characterize nanoscale materials with single entity resolution. However, its use in nanoparticle characterization has been constrained by the need to tailor the nanopore aperture size to the size of the analyte, precluding the analysis of heterogenous samples. Additionally, nanopore sensors often require the use of high salt concentrations to improve the signal-to-noise ratio, which further limits their ability to study a wide range of nanoparticles that are unstable at high ionic strength. Here, we report the development of nanopore sensors enhanced by a polymer electrolyte system, enabling the analysis of heterogenous nanoparticle mixtures at low ionic strength. We present a finite element model to explain the anomalous conductive/resistive pulse signals observed and compare these results with experiments. Furthermore, we demonstrate the wide applicability of the method by characterizing metallic nanospheres of varied sizes, plasmonic nanostars with various degrees of branching, and protein-based spherical nucleic acids with different oligonucleotide loadings. Our system will complement the toolbox of nanomaterials characterization techniques and will enable real-time optimization workflow for engineering a wide range of nanomaterials.

Abstract Intracellular heterogeneity contributes significantly to cellular physiology and, in a number of debilitating diseases, cellular pathophysiology. This is greatly influenced by distinct organelle populations and to understand the aetiology of disease it is important to have tools able to isolate and differentially analyse organelles from precise location within tissues. Here we report the development of a subcellular biopsy technology that facilitates the isolation of organelles, such as mitochondria, from human tissue. We compared the subcellular biopsy technology to laser capture microdissection (LCM) that is the state of art technique for the isolation of cells from their surrounding tissues. We demonstrate an operational limit of (>20μm) for LCM and then, for the first time in human tissue, show that subcellular biopsy can be used to isolate mitochondria beyond this limit.

The field of nanopore sensing is now moving beyond nucleic acid sequencing. An exciting avenue is the use of nanopore platforms for the monitoring of biochemical reactions. Biological nanopores have been used for this application, but solid-state nanopore approaches have lagged. This is due to the necessity of using higher salt conditions (e.g., 4 M LiCl) to improve the signal-to-noise ratio which completely abolish the activities of many biochemical reactions. We pioneered a polymer electrolyte solid-state nanopore approach that maintains a high signal-to-noise ratio even at a physiologically relevant salt concentration. Here, we report the monitoring of the restriction enzyme SwaI and CRISPR-Cas9 endonuclease activities under physiological salt conditions and in real time. We investigated the dsDNA cleavage activity of these enzymes in a range of digestion buffers and elucidated the off-target activity of CRISPR-Cas9 ribonucleoprotein endonuclease in the presence of single base pair mismatches. This approach enables the application of solid-state nanopores for the dynamic monitoring of biochemical reactions under physiological salt conditions.

Mitochondrial function is critical to continued cellular vitality and is an important contributor to a growing number of human diseases. Mitochondrial dysfunction is typically heterogeneous, mediated through the clonal expansion of mitochondrial DNA (mtDNA) variants in a subset of cells in a given tissue. To date, our understanding of the dynamics of clonal expansion of mtDNA variants has been technically limited to the single cell-level. Here, we report the use of nanobiopsy for subcellular sampling from human tissues, combined with next-generation sequencing to assess subcellular mtDNA mutation load in human tissue from mitochondrial disease patients. The ability to map mitochondrial mutation loads within individual cells of diseased tissue samples will further our understanding of mitochondrial genetic diseases.