While there is a prevalent genome organization in eukaryotic cells, with heterochromatin concentrated at the nuclear periphery, anomalous cases do occur. Deviations of chromatin distribution are frequent, for example, upon aging, under malignant diseases, or even naturally in rod cells of nocturnal mammals. Using molecular dynamic simulations, we study the segregation of heterochromatin in the cell nucleus by modeling interphase chromosomes as diblock ring copolymers confined in a rigid spherical shell. In our model, heterochromatin and euchromatin are distinguished by their bending stiffnesses, while an interaction potential between the spherical shell and chromatin is used as a proxy for lamin-associated proteins. Our simulations indicate that in the absence of attractive interactions between the nuclear shell and the chromatin, the majority of heterochromatin segregates towards the nuclear interior due to depletion of less flexible heterochromatin segments from the nuclear periphery. This inverted chromatin distribution is in accord with experimental observations in rod cells. This “inversion” is also found to be independent of the heterochromatin concentration and chromosome number, and is further enhanced by additional attractive interactions between heterochromatin segments. as well as by allowing bond-crossing to emulate topoisomerase activity. The usual chromatin distribution, with heterochromatin at the periphery, can be recovered by further increasing the bending stiffness of heterochromatin segments or by turning on attractive interactions between the nuclear shell and heterochromatin. Overall, our results indicate that bending stiffness of chromatin could be a contributor to chromosome organization along with differential effects of HP1 α -driven phase segregation and of loop extruders, and interactions with the nuclear envelope and topological constraints.

Abnormalities in the shapes of mammalian cell nuclei are hallmarks of a variety of diseases, including progeria, muscular dystrophy, and various cancers. Experiments have shown that there is a causal relationship between chromatin organization and nuclear morphology. Decreases in heterochromatin levels, perturbations to heterochromatin organization, and increases in euchromatin levels all lead to misshapen nuclei, which exhibit deformations, such as nuclear blebs and nuclear ruptures. However, the polymer physical mechanisms of how chromatin governs nuclear shape and integrity are poorly understood. To investigate how heterochromatin and euchromatin, which are thought to microphase separate

ABSTRACT Rebinding kinetics of molecular ligands plays a critical role in biomachinery, from regulatory networks to protein transcription, and is also a key factor for designing drugs and high-precision biosensors. In this study, we investigate initial release and rebinding of ligands to their binding sites grafted on a planar surface, a situation commonly observed in single molecule experiments and which occurs during exocytosis in vivo . Via scaling arguments and molecular dynamic simulations, we analyze the dependence of non-equilibrium rebinding kinetics on two intrinsic length scales: average separation distance between the binding sites and dimensions of diffusion volume (e.g., height of the experimental reservoir in which diffusion takes place or average distance between receptor-bearing surfaces). We obtain time-dependent scaling laws for on rates and for the cumulative number of rebinding events (the time integral of on rates) for various regimes. Our analyses reveal that, for diffusion-limited cases, the on rate decreases via multiple power law regimes prior to the terminal steady-state regime, in which the on rate becomes constant. At intermediate times, at which particle density has not yet become uniform throughout the reservoir, the number of rebindings exhibits a distinct plateau regime due to the three dimensional escape process of ligands from their binding sites. The duration of this regime depends on the average separation distance between binding sites. Following the three-dimensional diffusive escape process, a one-dimensional diffusive regime describes on rates. In the reaction-limited scenario, ligands with higher affinity to their binding sites (e.g., longer residence times) delay the power laws. Our results can be useful for extracting hidden time scales in experiments where kinetic rates for ligand-receptor interactions are measured in microchannels, as well as for cell signaling via diffusing molecules.

The binding of transcription factors (TFs) to DNA controls most aspects of cellular function, making the understanding of their binding kinetics imperative. The standard description of bimolecular interactions posits TF off-rates are independent of TF concentration in solution. However, recent observations have revealed that proteins in solution can accelerate the dissociation of DNA-bound proteins. To study the molecular basis of facilitated dissociation (FD), we have used single-molecule imaging to measure dissociation kinetics of Fis, a key E. coli TF and major bacterial nucleoid protein, from single dsDNA binding sites. We observe a strong FD effect characterized by an exchange rate ~1E4 M^(-1) s^(-1), establishing that FD of Fis occurs at the single-binding-site level, and we find that the off-rate saturates at large Fis concentrations in solution. While spontaneous (i.e., competitor-free) dissociation shows a strong salt dependence, we find that facilitated dissociation depends only weakly on salt. These results are quantitatively explained by a model in which partially dissociated bound proteins are susceptible to invasion by competitor proteins in solution. We also report FD of NHP6A, a yeast TF whose structure differs significantly from Fis. We further perform molecular dynamics simulations, which indicate that FD can occur for molecules that interact far more weakly than those we have studied. Taken together, our results indicate that FD is a general mechanism assisting in the local removal of TFs from their binding sites and does not necessarily require cooperativity, clustering, or binding site overlap.

Abstract Interphase chromosome structures are known to remain segregated in the micron-sized eukaryotic cell nucleus and occupy a certain fraction of nuclear volume, often without mixing. Using extensive coarse-grained simulations, we model such chromosome structures as colloidal particles whose surfaces are grafted by cyclic polymers. This model system is known as Rosetta. The cyclic polymers, with varying polymerization degrees, mimic the functionality of structural protein complexes, while the rigid core models the chromocenter sections of chromosomes. Our simulations show that the colloidal chromosome model provides a well-segregated particle distribution without specific attraction between the chain monomers. Notably, linear-polymer grafted particles also provide the same segregation scheme. However, unlike linear chains, cyclic chains result in less contact between the polymer layers of neighboring chromosome particles, demonstrating the effect of DNA breaks in altering genome-wide contacts. As the polymerization degree of the chains decreases while maintaining the total chromosomal length (the total polymer length per particle), particles form quasi-crystalline order, reminiscent of a glassy state. This order weakens for polymer chains with a characteristic size on the order of the confinement radius. Our simulations demonstrate that polymer systems can help decipher 3D chromosomal architectures along with fractal globular and loop-extrusion models.

Using scaling arguments to model peripheral chromatin localized near the inner surface of the nuclear envelope (NE) as a flexible polymer chain, we discuss the structural properties of the peripheral chromatin composed of alternating lamin-associated domains (LADs) and inter-LADs. Modeling the attraction of LADs to NE by de Gennes' self-similar carpet, which treats the chromatin layer as a polymer fractal, explains two major experimental observations: (i) The high density of chromatin close to the nuclear periphery decays to a constant density as the distance to the periphery increases. (ii) Due to the decreasing mesh size towards the nuclear periphery, the chromatin carpet inside NE excludes molecules (via non-specific interactions) above a threshold size that depends on the distance from the nuclear periphery.

Transcription machinery depends on the temporal formation of protein-DNA complexes. Recent experiments demonstrated that lifetime of the complex can also affect transcription. In parallel, in vitro single-molecule studies showed that nucleoid-associated proteins (NAPs) leave the DNA rapidly as the bulk concentration of the protein increases via facilitated dissociation (FD). Never-theless, whether such concentration-dependent mechanism is functional in a bacterial cell, in which NAP levels and the 3D chromosomal structure are often coupled, is not clear a priori . Here, by using extensive coarse-grained molecular simulations, we model the unbinding of specific and nonspecific dimeric NAPs from a high-molecular-weight circular DNA molecule in a cylindrical structure mimicking the cellular confinement of a bacterial chromosome. Our simulations show that physiologically relevant peak protein levels (tens of micromolar) lead to highly compact chromosomal structures. This compaction results in rapid off rates (shorter DNA-residence times) but only for specifically DNA-binding NAPs such as the factor for inversion stimulation (Fis). Contrarily, for nonspecific NAPs, the off rates decrease as the protein levels increase, suggesting an inverse FD pattern. The simulations with restrained chromosome models reveal that this inverse response is due to DNA-segmental fluctuations, and that chromosomal compaction is in favor of faster protein dissociation. Overall, our results indicate that cellular-concentration level of a structural DNA-binding protein can be highly intermingled with its DNA-residence time.

The transcription process is regulated by temporal interactions of transcription factors with DNA. In the last decade, computational and experimental studies revealed the residence times of transcription factors on DNA correlate with transcriptional output. Biochemical studies suggest that transcription factors exhibit bi-exponential dynamics, attributed to the binary affinity model composed of nonspecific and specific protein-DNA bindings. Recently, transcription factor residence times were shown to display a power-law pattern implicating protein-DNA affinity levels are rather continuous. Elucidating the underlying mechanisms of transcription factor residence distributions, beyond protein-DNA interaction strength, is crucial to construct a more complete understanding of transcriptional regulation. Here, by using molecular dynamics simulations of DNA and dimeric proteins, we demonstrate residence time behaviors of generic homodimeric transcription factors follow a multi-exponential pattern even with single and binary affinity levels between DNA and proteins, indicating the existence of emergent behavior. Our simulations reveal that DNA-protein clusters of various sizes contribute to this multi-exponential behavior. These findings add another layer to transcriptional regulation and, consequently, to gene expression by connecting protein concentration, DNA-protein clusters, and DNA residence times of transcription factors.