Significance Measuring activity patterns of microbes in their natural environment is essential for understanding ecosystems and the multifaceted interactions of microorganisms with eukaryotes. In this study, we developed a technique that allows fast and nondestructive activity measurements of microbial communities on a single-cell level. Microbial communities were amended with heavy water (D 2 O), a treatment that does not change the available substrate pool. After incubation, physiologically active cells are rapidly identified with Raman microspectroscopy by measuring cellular D incorporation. Using this approach, we characterized the activity patterns of two dominant microbes in mouse cecum samples amended with different carbohydrates and discovered previously unidentified bacteria stimulated by mucin and/or glucosamine by combining Raman microspectroscopy and optical tweezer-based sorting.

Intestinal epithelial cells (IECs) form a critical barrier against pathogen invasion. By generation of mice in which inflammasome expression is restricted to IECs, we describe a coordinated epithelium-intrinsic inflammasome response in vivo. This response was sufficient to protect against Salmonella tissue invasion and involved a previously reported IEC expulsion that was coordinated with lipid mediator and cytokine production and lytic IEC death. Excessive inflammasome activation in IECs was sufficient to result in diarrhea and pathology. Experiments with IEC organoids demonstrated that IEC expulsion did not require other cell types. IEC expulsion was accompanied by a major actin rearrangement in neighboring cells that maintained epithelium integrity but did not absolutely require Caspase-1 or Gasdermin D. Analysis of Casp1-/-Casp8-/- mice revealed a functional Caspase-8 inflammasome in vivo. Thus, a coordinated IEC-intrinsic, Caspase-1 and -8 inflammasome response plays a key role in intestinal immune defense and pathology.

The animal and human intestinal mucosa secretes an assortment of compounds to establish a physical barrier between the host tissue and intestinal contents, a separation that is vital for health. Some pathogenic microorganisms as well as members of the commensal intestinal microbiota have been shown to be able to break down these secreted compounds. Our understanding of host-compound degradation by the commensal microbiota has been limited to knowledge about simplified model systems because of the difficulty in studying the complex intestinal ecosystem in vivo. In this study, we introduce an approach that overcomes previous technical limitations and allows us to observe which microbial cells in the intestine use host-derived compounds. We added stable isotope-labeled threonine i.v. to mice and combined fluorescence in situ hybridization with high-resolution secondary ion mass spectrometry imaging to characterize utilization of host proteins by individual bacterial cells. We show that two bacterial species, Bacteroides acidifaciens and Akkermansia muciniphila , are important host-protein foragers in vivo. Using gnotobiotic mice we show that microbiota composition determines the magnitude and pattern of foraging by these organisms, demonstrating that a complex microbiota is necessary in order for this niche to be fully exploited. These results underscore the importance of in vivo studies of intestinal microbiota, and the approach presented in this study will be a powerful tool to address many other key questions in animal and human microbiome research.

Abstract Bacteria of the genus Shigella cause shigellosis, a severe gastrointestinal disease that is a major cause of diarrhea-associated mortality in humans. Shigellosis develops upon oral ingestion of as few as 100 bacteria, but million-fold higher doses fail to cause disease in mice. The lack of a physiologically relevant mouse model of shigellosis has impeded our understanding of this important human disease, but why mice are resistant is unknown. Here we show that in human cells, but not in mice, Shigella evades detection by the NAIP–NLRC4 inflammasome, an immune sensor present in intestinal epithelial cells (IECs). We find that NAIP–NLRC4-deficient mice are highly susceptible to oral Shigella infection and recapitulate the clinical features of human shigellosis, including bacterial replication in IECs and neutrophilic inflammation of the colon. Confirming a role for bacterial replication in IECs in our new model, a Shigella mutant lacking IcsA, a factor required for cell-to-cell spread among IECs, is attenuated in otherwise susceptible NAIP–NLRC4-deficient mice. Although inflammasome-mediated cell death is widely held to promote Shigella infection and pathogenesis, we instead demonstrate that IEC-specific NAIP–NLRC4-induced cell death is sufficient to protect the host from shigellosis. Thus, NAIP–NLRC4-deficient mice are a physiologically relevant and experimentally tractable model for shigellosis. More broadly, our results suggest that the lack of an inflammasome response in IECs may help explain the extreme susceptibility of humans to shigellosis.

Abstract The innate immune system detects pathogens and initiates adaptive immune responses. Inflammasomes are central components of the innate immune system, but whether inflammasomes provide sufficient signals to activate adaptive immunity is unclear. In intestinal epithelial cells (IECs), inflammasomes activate a lytic form of cell death called pyroptosis, leading to epithelial cell expulsion and the release of cytokines. Here we employed a genetic system to show that simultaneous antigen expression and inflammasome activation specifically in IECs is sufficient to activate CD8 + T cells. By genetic elimination of direct T cell priming by IECs, we found that IEC-derived antigens are cross-presented to CD8 + T cells. However, activation of CD8 + T cells by IEC-derived antigen only partially depended on IEC pyroptosis. In the absence of inflammasome activation, cross-priming of CD8 + T cells required Batf3 + dendritic cells (cDC1), whereas cross-priming in the presence of pyroptosis did not. These data suggest the existence of parallel pyroptosis-dependent and pyroptosis-independent but cDC1-dependent pathways for cross-presentation of IEC-derived antigens.

Microglia are resident immune cells in the central nervous system that play essential roles to maintain homeostasis and neuronal function. Microglia are heterogeneous cells but the mechanisms by which they contribute to normal brain development remain unclear. Here, we show that microglia in the developing striatum and thalamus undergo pyroptosis, a type of lytic cell death that occurs as a result of Caspase-1 (CASP1) activation downstream of inflammasomes. We observe that pyroptosis occurs in a spatiotemporally regulated and Casp1-dependent manner during fetal brain development. Mice lacking Casp1 or the inflammasome regulating molecules, NLRP3, IL-1R, and Gasdermin D exhibit behavior changes characterized by hyperactivity, inattention, and impulsivity that are similar to attention-deficit/hyperactivity disorder (ADHD). Furthermore, re-expression of Casp1 in Cx3cr1+ cells including microglia restores normal behavior and cell death. We demonstrate that injection of an NLRP3 inhibitor into pregnant wild-type mice is sufficient to induce ADHD-like behaviors in offspring. These data suggest that microglial inflammasome activation and pyroptosis are essential for normal brain development and that genetic and pharmacological disruptions in this pathway may represent new ADHD risk factors.

The NAIP/NLRC4 inflammasome is a cytosolic sensor of bacteria that activates Caspase-1 and initiates potent downstream immune responses. Structural, biochemical, and genetic data all demonstrate that the NAIP proteins act as receptors for specific bacterial ligands, while NLRC4 is a downstream adaptor protein that multimerizes with NAIPs to form a macromolecular structure called an inflammasome. However, several aspects of NLRC4 biology remain unresolved. For example, in addition to its clear function in responding to bacteria, NLRC4 has also been proposed to initiate anti-tumor responses, though the underlying mechanism is unknown. NLRC4 has also been shown to be phosphorylated on serine 533, and this modification was suggested to be important for NLRC4 function. In the absence of S533 phosphorylation, it was further proposed that another inflammasome component, NLRP3, can induce NLRC4 activation. We generated a new Nlrc4- deficient mouse line as well as mice encoding phosphomimetic S533D and non- phosphorylatable S533A NLRC4 proteins. Using these genetic models in vivo and in vitro, we fail to observe a role for phosphorylation in NLRC4 inflammasome function. Furthermore, we find no role for NLRP3 in NLRC4 function, or for NLRC4 in a model of melanoma. These results simplify and clarify our understanding of the mechanism of NAIP/NLRC4 activation and its biological functions.

Abstract Salmonella enterica serovar Typhimurium is a gram-negative pathogen that causes diseases ranging from gastroenteritis to systemic infection and sepsis. Salmonella uses type III secretion systems (T3SSs) to inject effectors into host cells. While these effectors are necessary for bacterial invasion and intracellular survival, intracellular delivery of T3SS products also enables detection of Salmonella by cytosolic immune sensors. Upon detecting translocated Salmonella ligands, these sensors form multimeric complexes called inflammasomes, which activate caspases that lead to proinflammatory cytokine release and pyroptosis. In particular, the Salmonella T3SS needle, inner rod, and flagellin proteins activate the NAIP/NLRC4 inflammasome in murine intestinal epithelial cells (IECs), which leads to restriction of bacterial replication and extrusion of infected IECs into the intestinal lumen, thereby preventing systemic dissemination of Salmonella . While these processes are studied quite well in mice, the role of the NAIP/NLRC4 inflammasome in human IECs remains unknown. Unexpectedly, we found the NAIP/NLRC4 inflammasome is dispensable for early inflammasome responses to Salmonella in both human intestinal epithelial cell lines and organoids. Additionally, the NLRP3 inflammasome and the adaptor protein ASC are not required for inflammasome activation in Caco-2 cells. Instead, we observed a partial requirement for caspase-1, and a necessity for caspase-4 and GSDMD pore-forming activity in mediating inflammasome responses to Salmonella in Caco-2 cells. These findings suggest that unlike murine IECs, human IECs do not rely on NAIP/NLRC4, and also do not use NLRP3/ASC. Instead, they primarily use caspases-1 and −4 to mediate early inflammasome responses to SPI-1-expressing Salmonella .

Dendritic cells (DCs) are critical for priming and differentiation of pathogen-specific CD4 T cells. However, to what extent innate cues from DCs dictate transcriptional changes in T cells leading to effector heterogeneity remains elusive. Here we have used an in vitro approach to prime naive CD4 T cells by DCs stimulated with distinct pathogens. We have found that such pathogen-primed CD4 T cells express unique transcriptional profiles dictated by the nature of the priming pathogen. In contrast to cytokine-polarized Th17 cells that display signatures of terminal differentiation, pathogen-primed Th17 cells maintain a high degree of heterogeneity and plasticity. Further analysis identified caspase-1 as one of the genes upregulated only in pathogen-primed Th17 cells but not in cytokine-polarized Th17 cells. T-cell-intrinsic caspase-1, independent of its function in inflammasome, is critical for inducing optimal pathogen-driven Th17 responses. More importantly, T cells lacking caspase-1 fail to induce colitis following transfer into RAG-deficient mice, further demonstrating the importance of caspase-1 for the development of pathogenic Th17 cells in vivo. This study underlines the importance of DC-mediated priming in identifying novel regulators of T cell differentiation.