SUMMARY Cellular metabolism is influenced by the stiffness of the extracellular matrix. Focal adhesion kinase (FAK) and its binding partner, p130Cas, transmit biomechanical signals about substrate stiffness to the cell to regulate a variety of cellular responses, but their roles in early transcriptional and metabolic responses remain largely unexplored. We cultured mouse embryonic fibroblasts with or without siRNA-mediated FAK or p130Cas knockdown and assessed the early transcriptional responses of these cells to placement on soft and stiff substrates by RNA sequencing and bioinformatics analyses. Exposure to the stiff ECM altered the expression of genes important for metabolic and biosynthetic processes, and these responses were influenced by knockdown of FAK and p130Cas. Our findings reveal that FAK-p130Cas signaling mechanotransduces ECM stiffness to early transcriptional changes that alter cellular metabolism and biosynthesis.

SUMMARY The Rho family GTPases, Rac and Rho, play critical roles in transmitting mechanical information contained within the extracellular matrix (ECM) to the cell. Rac and Rho have well described roles in regulating stiffness-dependent actin remodeling, proliferation and motility. However, much less is known about the relative roles of these GTPases in stiffness-dependent transcription, particularly at the genome-wide level. Here, we selectively inhibited Rac and Rho in mouse embryonic fibroblasts cultured on deformable substrata and used RNA sequencing to elucidate and compare the contribution of these GTPases to the early transcriptional response to ECM stiffness. Surprisingly, we found that Rac activation is almost exclusively responsible for the initial transcriptional response to ECM stiffness. We also identified Activating Transcription Factor 3 (ATF3) as a major target of stiffness/Rac signaling and show that ATF3 repression by ECM stiffness connects the stiffness-dependent activation of Rac to the induction of cyclin D1.

ABSTRACT Vascular dysfunction is a common cause of cardiovascular diseases characterized by the narrowing and stiffening of arteries, such as atherosclerosis, restenosis, and hypertension. Arterial narrowing results from the aberrant proliferation of vascular smooth muscle cells (VSMCs) and their increased synthesis and deposition of extracellular matrix (ECM) proteins. These, in turn, are modulated by arterial stiffness, but the mechanism for this is not fully understood. We found that survivin (an inhibitor of apoptosis) is an important regulator of stiffness-mediated ECM synthesis and intracellular stiffness in VSMCs. Whole-transcriptome analysis and cell culture experiments showed that survivin expression is upregulated in injured femoral arteries in mice and in human VSMCs cultured on stiff fibronectin-coated hydrogels. Suppressed expression of survivin in human VSMCs and mouse embryonic fibroblasts decreased the stiffness-mediated expression of ECM components implicated in arterial stiffness, namely, collagen-I, fibronectin, and lysyl oxidase. By contrast, expression of these proteins was upregulated by the overexpression of survivin in human VSMCs cultured on soft hydrogels. Atomic force microscopy analysis showed that suppressed or enhanced expression of survivin decreases or increases intracellular stiffness, respectively. These findings suggest a novel mechanism by which survivin modulates arterial stiffness.

SUMMARY Stiffened arteries are a pathology of atherosclerosis, hypertension, and coronary artery disease and a key risk factor for cardiovascular disease events. The increased stiffness of arteries triggers the hypermigration and hyperproliferation of vascular smooth muscle cells (VSMCs), leading to neointimal hyperplasia and accelerated neointima formation, but the mechanism of this trigger is not known. Our analyses of whole-transcriptome microarray data sets from mouse VSMCs cultured on stiff hydrogels simulating arterial pathology and from injured mouse femoral arteries revealed 80 genes that were differentially regulated (74 upregulated and 6 downregulated) relative to expression in control VSMCs cultured on soft hydrogels and in uninjured femoral arteries. A functional enrichment analysis revealed that these stiffness-sensitive genes are linked to cell cycle progression and proliferation. Furthermore, we found that survivin, a member of the inhibitor of apoptosis protein family, mediates stiffness-sensitive cell cycling and proliferation in vivo and in vitro as determined by gene network and pathway analyses, RT-qPCR, and immunoblotting. The stiffness signal is mechanotransduced via FAK and Rac signaling to regulate survivin expression, establishing a regulatory pathway for how the stiffness of the cellular microenvironment affects VSMC behaviors. Our findings indicate that survivin is necessary for VSMC cycling and proliferation and regulates stiffness-responsive phenotypes.

SUMMARY Cells exhibit pathological behaviors in response to increased extracellular matrix (ECM) stiffness, including accelerated cell proliferation and migration [1–9], which are correlated with increased intracellular stiffness and tension [2, 3, 10–12]. The biomechanical signal transduction of ECM stiffness into relevant molecular signals and resultant cellular processes is mediated through multiple proteins associated with the actin cytoskeleton in lamellipodia [2, 3, 10, 11, 13]. However, the molecular mechanisms by which lamellipodial dynamics regulate cellular responses to ECM stiffening remain unclear. Previous work described that lamellipodin, a phosphoinositide- and actin filament-binding protein that is known mostly for controlling cell migration [14–21], promotes ECM stiffness-mediated early cell cycle progression [2], revealing a potential commonality between the mechanisms controlling stiffness-dependent cell migration and those controlling cell proliferation. However, i) whether and how ECM stiffness affects the levels of lamellipodin expression and ii) whether stiffness-mediated lamellipodin expression is required throughout cell cycle progression and for intracellular stiffness have not been explored. Here, we show that the levels of lamellipodin expression in cells are significantly increased by a stiff ECM and that this stiffness-mediated lamellipodin upregulation persistently stimulates cell cycle progression and intracellular stiffness throughout the cell cycle, from the early G1 phase to M phase. Finally, we show that both Rac activation and intracellular stiffening are required for the mechanosensitive induction of lamellipodin. More specifically, inhibiting Rac1 activation in cells on stiff ECM reduces the levels of lamellipodin expression, and this effect is reversed by the overexpression of activated Rac1 in cells on soft ECM. We thus propose that lamellipodin is a critical molecular lynchpin in the control of mechanosensitive cell cycle progression and intracellular stiffness.

Cellular metabolism is influenced by the stiffness of the extracellular matrix. Focal adhesion kinase (FAK) and its binding partner, p130Cas, transmit biomechanical signals, such as substrate stiffness, to the cell to regulate a variety of cellular responses, but their roles in early transcriptional and metabolic responses remain largely unexplored. We cultured mouse embryonic fibroblasts with or without siRNA-mediated FAK or p130Cas knockdown and assessed the early transcriptional responses of these cells to placement on soft and stiff substrates by RNA sequencing and bioinformatics analyses. Exposure to the stiff substrate altered the expression of genes important for metabolic and biosynthetic processes, and these responses were influenced by knockdown of FAK and p130Cas. Our findings reveal that FAK-p130Cas signaling mechanotransduces substrate stiffness to early transcriptional changes that alter cellular metabolism and biosynthesis.