The use of combinatorial chemistry for the generation of new lead molecules is now a well established strategy in the drug discovery process. Central to the use of combinatorial chemistry is the design and availability of high quality building blocks which are likely to afford hits from the libraries that they generate. Herein we describe "RECAP" (Retrosynthetic Combinatorial Analysis Procedure), a new computational technique designed to address this building block issue. RECAP electronically fragments molecules based on chemical knowledge. When applied to databases of biologically active molecules this allows the identification of building block fragments rich in biologically recognized elements and privileged motifs and structures. This allows the design of building blocks and the synthesis of libraries rich in biological motifs. Application of RECAP to the Derwent World Drug Index (WDI) and the molecular fragments/ building blocks that this generates are discussed. We also describe a WDI fragment knowledge base which we have built which stores the drug motifs and mention its potential application in structure based drug design programs.

The snake venom rhodocytin has been reported to bind to integrin alpha2beta1 and glycoprotein (GP) Ibalpha on platelets, but it is also able to induce activation independent of the 2 receptors and of GPVI. Using rhodocytin affinity chromatography, we have identified a novel C-type lectin receptor, CLEC-2, in platelets that confers signaling responses to rhodocytin when expressed in a cell line. CLEC-2 has a single tyrosine residue in a YXXL motif in its cytosolic tail, which undergoes tyrosine phosphorylation upon platelet activation by rhodocytin or an antibody to CLEC-2, but not to collagen, thrombin receptor agonist peptide (TRAP), or convulxin. Tyrosine phosphorylation of CLEC-2 and other signaling proteins by rhodocytin is inhibited by the Src family kinase inhibitor PP2. Further, activation of murine platelets by rhodocytin is abolished in the absence of Syk and PLCgamma2, and partially reduced in the absence of LAT, SLP-76, and Vav1/Vav3. These findings define a novel signaling pathway in platelets whereby activation of CLEC-2 by rhodocytin leads to tyrosine phosphorylation of its cytosolic tail, binding of Syk and initiation of downstream tyrosine phosphorylation events, and activation of PLCgamma2. CLEC-2 is the first C-type lectin receptor to be found on platelets which signals through this novel pathway.

Light transmission aggregometry (LTA), which was independently developed in 1962 by Born 1 and O'Brien 2, is considered the gold standard for testing platelet function, because it provides important information that is essential for the diagnostic work-up of patients with platelet function defects. LTA measures the transmission of light through a sample of platelets in suspension (platelet-rich plasma [PRP], washed platelets or gel-filtered platelets), which increases when platelets are aggregated by an agonist. LTA is a time-consuming and technically challenging technique that is affected by many pre-analytical and analytical variables, and these must be carefully controlled for by expert personnel. For this reason, LTA should be performed only in specialized laboratories. Alternative methods to measure platelet aggregation in PRP or whole blood have been developed (e.g. impedance aggregometry, 96-well plate aggregometry, single platelet counting and flow cytometry) 3-7, several of which enable faster and more user-friendly study of the platelet response to aggregating agents. Despite these potential advantages, the majority of these techniques have not been widely adopted and, at variance with LTA, fail to provide important additional diagnostic information that can identify a defect of platelet function, such as platelet shape change, the occurrence of secondary wave of aggregation or platelet deaggregation. Although popular and widely used, the LTA technique is not standardized 8, despite the fact that guidelines have been published 9-11. Surveys organized by proficiency testing organizations identified variations in LTA practices and the need for guidelines to standardize LTA 12-14. In July 2006, the Platelet Physiology Subcommittee of the ISTH formed a Working Party of 11 experts with the aim of producing a series of consensus recommendations for standardizing LTA. As a first step in LTA guideline development, the Working Party organized the largest and most detailed worldwide survey on LTA methodology 15. The survey confirmed the very high variability in LTA practices worldwide, indicating that methodological standardization is necessary. The information gathered in the survey contributed to the development of ISTH methodological guidelines for LTA, which are the subject of the present report by the Working Party. Clinical or laboratory guidelines are traditionally based upon reviewing the evidence of the medical and scientific literature. However, it is unfortunately common that the literature does not provide definitive answers for a variety of reasons, including absence of evidence, and low quality and/or contradictory evidence. It was clear to the experts of the Working Party that not enough relevant studies had been published that compared different methodologies used to perform LTA studies, which would have helped to develop evidence-based guidelines. The Working Party therefore used a formal consensus method (the RAND methodology) 16 to develop its recommendations. The RAND method – developed by the RAND Corporation in the 1980s – is intended to obtain a formal consensus among expert groups about the appropriateness of healthcare interventions, particularly when scientific evidence is absent, scarce and/or heterogeneous 9. A series of statements about LTA practice were formulated by the chairman (MC) and the co-chairman (ADM) of the Working Party. For each statement, a form was prepared, which each member of the Working Party scored for appropriateness from 1 (completely inappropriate) to 9 (fully appropriate). Ballots were blinded to the other members. The extreme scores (highest and lowest) were discarded, the median of the remaining scores was calculated and the area containing the majority of the ballots defined the classification of each statement about LTA practice: inappropriate (scores 1–3), uncertain (4–6) and appropriate (7–9). After the first RAND run, statements were changed according to the comments/suggestions that the reviewers wrote on their RAND forms. A second RAND run was organized to score the revised statements. Recommendations were then presented at the ISTH SSC Meeting in Vienna (2008) and discussed with the audience. Based on the comments and suggestions that were raised during that meeting, statements were revised and a third RAND run was organized among the experts of the Working Party. The revised recommendations were again presented at an ISTH SSC Meeting (Boston, 2009) and discussed with the audience. Based on the comments and suggestions that were raised during that meeting, statements were again revised and a fourth RAND run was organized among the experts of the Working Party. At this point, before final approval of the recommendations, it was decided that a formal, full literature review should be performed, in order to verify, where possible, the recommendations of the Working Party. The Medline electronic database was searched for relevant published studies between 1966 and November 2009, without any language restriction, using the following medical subject headings (MeSH) terms and free text terms: (i) ‘platelet aggregation’ OR ‘platelet agglutination’; and (ii) ‘lumiaggregometry’ OR ‘light transmission aggregometry’ OR ‘light transmittance aggregometry’ OR ‘platelet reactivity tests’ OR ‘platelet function tests’ OR ‘platelet function test’ OR ‘Born aggregation’. The search was supplemented by manually reviewing the reference lists from primary or review articles and by direct consultation among members of working group to identify additional relevant studies. All references were reviewed manually and data extracted using the following inclusion criteria: (i) studies that directly compared different methodological approaches in studying LTA, including case control, prospective cohort or retrospective cohort studies; and (ii) studies in which one of the outcomes of interest (i.e. the methodological approach to study LTA) was a prespecified endpoint. By this method 1830 potentially relevant studies were identified and screened for retrieval. The titles and abstracts of these were divided into five groups, and each group was reviewed by two panel members. Based on their assessments, 1803 studies were excluded, leaving 27 for detailed evaluation. After review of the full manuscripts by the panel members, fifteen further studies were excluded. These 12 manuscripts, coupled with two extra studies identified by manual review and by consultation among members of the working group, resulted in a total of only 14 relevant studies 17-30 that were used to help refine the RAND survey and write the present recommendations (Fig. 1). Disagreement among experts was resolved by consensus and, when necessary, by asking the opinion of the chairman (MC). Based on the information that was gathered from the selected 14 publications, six consensus statements were slightly changed and a final, fifth RAND run among the Working Party experts was organized. The final statements were presented and discussed at the ISTH Subcommittee Meeting in Cairo (2010) and it was agreed that these could form the basis of a consensus document, which is the subject of the present report by the Working Party. The recommendations of the Working Party on standardization of LTA include 70 statements, which have been grouped into eight sections: (i) clinical usefulness of LTA; (ii) pre-analytical variables; (iii) blood collection; (iv) preparation of PRP and platelet-poor plasma (PPP); (v) assessment of PRP quality; (vi) methodology; (vii) choice of agonists; and (viii) evaluation and reporting of results. The experts agreed that this is an area that still needs further studies and standardization. New, faster and more efficient point-of-care tests are available for this purpose, but LTA could be used when the new tests are not available. However, based on the negative results of three large randomized controlled trials 31-33, which used the point-of-care test VerifyNow P2Y12, and a large non randomized, non controlled study, which used LTA to tailor antiplatelet treatment with clopidogrel 34, convincing data for recommending monitoring antiplatelet therapy by laboratory tests, including LTA, are still lacking. Based on the above three recommendations, the following recommendations apply only to the use of LTA for diagnosing patients with bleeding disorders, in whom the presence of a platelet function disorder is suspected. The effects of light meals on the results of LTA studies are probably negligible. However, patients should not be studied after having meals associated with high fat content, to avoid the formation of chylomicrons in plasma, which will interfere with light transmission. It is impossible for some patients to stop all medications before being sampled for LTA studies. Blood samples for LTA studies should be collected using the following precautions to minimize platelet activation during the procedure. It is also suggested that if a tourniquet needs to be used, it should immediately be released as soon as blood collection begins. Although five experts declared their preference for one of the two suggested concentrations of sodium citrate, the final recommendation was that either concentration of sodium citrate is acceptable, as long as its use is consistent in each center. This recommendation was recently validated by Femia et al. 35, who demonstrated that centrifugation of blood samples at 200 × g (or 250 × g) for 10 min appears to be the best condition for preparing PRP for LTA studies, both in terms of the degree of contamination of PRP by other blood cells and of platelet reactivity. Similar results in terms of platelet reactivity were reported by Merolla et al. 36. Recent studies demonstrated that platelet counts in PRP within the range that is observed in PRP samples from subjects with normal platelet count in whole blood do not affect the results of LTA studies 19-22. Therefore, the common practice of adjusting the platelet count in PRP with autologous PPP is not recommended, because it is unnecessary and may impair the platelet responsiveness to agonists 21. Uncertainty remains over what is the best practice to follow when the platelet count in PRP exceeds about 600 × 109 L−1. More recently, a study showed that both methods – native and adjusted platelet count – are valid to assess a bleeding disorder 37. Abnormalities of platelet aggregation were more frequent using adjusted platelet count both in controls and patients 37. Platelet agonists should be properly stored and checked for stability. The following platelet agonists, at the indicated concentrations, should be used for diagnostic LTA studies: Reference to Horm collagen (the most widely used collagen preparation for LTA studies) is given as an example and is not intended to bind laboratories to the use of this commercial preparation. M. Cattaneo: concept and design of the study, grading of recommendations, analysis of the literature search, analysis and interpretation of the data, writing the manuscript, and final approval of the version to be published. C. Cerletti, P. Harrison, C. P. M. Hayward, D. Kenny, D. Nugent, P. Nurden, A. K. Rao, A. H. Schmaier, S. P. Watson: grading of recommendations, analysis of the literature search, analysis and interpretation of the data, revising the manuscript, and final approval of the version to be published. F. Lussana, M. T. Pugliano: literature search, analysis of the literature search, analysis and interpretation of the data, revising the manuscript, and final approval of the version to be published. A. D. Michelson: concept and design of the study, grading of recommendations, analysis of the literature search, analysis and interpretation of the data, revising the manuscript, and final approval of the version to be published. The authors state that they have no conflict of interests.

The Ca2+-sensitive 85-kDa cytosolic phospholipase A2 (cPLA2) is responsible for thrombin-stimulated mobilization of arachidonic acid for the synthesis of thromboxane A2 in human platelets. We have previously shown that thrombin activates p38 kinase, a recently discovered new member of the mitogen-activated protein kinase family (Kramer, R. M., Roberts, E. F., Strifler, B. A., and Johnstone, E. M. (1995) J. Biol. Chem. 270, 27395-27398) and also induces phosphorylation of cPLA2, thereby increasing its intrinsic catalytic activity. In the present study we have examined the role of p38 kinase in the phosphorylation and activation of cPLA2 in stimulated platelets. We have observed that activation of p38 kinase accompanies receptor-mediated events in platelets and coincides with cPLA2 phosphorylation. Furthermore, in the presence of inhibitors of p38 kinase, the proline-directed phosphorylation of cPLA2 was completely blocked in platelets stimulated with the thrombin receptor agonist peptide SFLLRN and was suppressed during the early (up to 2 min) phase of platelet stimulation caused by thrombin. Unexpectedly, we found that prevention of proline-directed phosphorylation of cPLA2 in stimulated platelets did not attenuate its ability to release arachidonic acid from platelet phospholipids. We conclude that: 1) cPLA2 is a physiological target of p38 kinase; 2) p38 kinase is involved in the early phosphorylation of cPLA2 in stimulated platelets; and 3) proline-directed phosphorylation of cPLA2 is not required for its receptor-mediated activation. The Ca2+-sensitive 85-kDa cytosolic phospholipase A2 (cPLA2) is responsible for thrombin-stimulated mobilization of arachidonic acid for the synthesis of thromboxane A2 in human platelets. We have previously shown that thrombin activates p38 kinase, a recently discovered new member of the mitogen-activated protein kinase family (Kramer, R. M., Roberts, E. F., Strifler, B. A., and Johnstone, E. M. (1995) J. Biol. Chem. 270, 27395-27398) and also induces phosphorylation of cPLA2, thereby increasing its intrinsic catalytic activity. In the present study we have examined the role of p38 kinase in the phosphorylation and activation of cPLA2 in stimulated platelets. We have observed that activation of p38 kinase accompanies receptor-mediated events in platelets and coincides with cPLA2 phosphorylation. Furthermore, in the presence of inhibitors of p38 kinase, the proline-directed phosphorylation of cPLA2 was completely blocked in platelets stimulated with the thrombin receptor agonist peptide SFLLRN and was suppressed during the early (up to 2 min) phase of platelet stimulation caused by thrombin. Unexpectedly, we found that prevention of proline-directed phosphorylation of cPLA2 in stimulated platelets did not attenuate its ability to release arachidonic acid from platelet phospholipids. We conclude that: 1) cPLA2 is a physiological target of p38 kinase; 2) p38 kinase is involved in the early phosphorylation of cPLA2 in stimulated platelets; and 3) proline-directed phosphorylation of cPLA2 is not required for its receptor-mediated activation.

Article1 May 1997free access The Fc receptor γ-chain and the tyrosine kinase Syk are essential for activation of mouse platelets by collagen A. Poole A. PooleA.Poole, J.M.Gibbins and M.Turner contributed equally to this work Search for more papers by this author J.M. Gibbins J.M. Gibbins Department of Pharmacology, University of Oxford, Mansfield Road, Oxford, OX1 3QT UKA.Poole, J.M.Gibbins and M.Turner contributed equally to this work Search for more papers by this author M. Turner M. Turner National Institute for Medical Research, The Ridgeway, Mill Hill, London, NW7 1AA UKA.Poole, J.M.Gibbins and M.Turner contributed equally to this work Search for more papers by this author M.J. van Vugt M.J. van Vugt Deparment of Immunology, University Hospital Utrecht, PO Box 85.500, NL-3508 GA Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author J.G.J. van de Winkel J.G.J. van de Winkel Deparment of Immunology, University Hospital Utrecht, PO Box 85.500, NL-3508 GA Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author T. Saito T. Saito Division of Molecular Genetics, Center for Biomedical Science, Chiba University School of Medicine, 1-8-1 Inohana, Chuo-ku, Chiba, 260 Japan Search for more papers by this author V.L.J. Tybulewicz V.L.J. Tybulewicz National Institute for Medical Research, The Ridgeway, Mill Hill, London, NW7 1AA UK Search for more papers by this author S.P. Watson Corresponding Author S.P. Watson Department of Pharmacology, University of Oxford, Mansfield Road, Oxford, OX1 3QT UK Search for more papers by this author A. Poole A. PooleA.Poole, J.M.Gibbins and M.Turner contributed equally to this work Search for more papers by this author J.M. Gibbins J.M. Gibbins Department of Pharmacology, University of Oxford, Mansfield Road, Oxford, OX1 3QT UKA.Poole, J.M.Gibbins and M.Turner contributed equally to this work Search for more papers by this author M. Turner M. Turner National Institute for Medical Research, The Ridgeway, Mill Hill, London, NW7 1AA UKA.Poole, J.M.Gibbins and M.Turner contributed equally to this work Search for more papers by this author M.J. van Vugt M.J. van Vugt Deparment of Immunology, University Hospital Utrecht, PO Box 85.500, NL-3508 GA Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author J.G.J. van de Winkel J.G.J. van de Winkel Deparment of Immunology, University Hospital Utrecht, PO Box 85.500, NL-3508 GA Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author T. Saito T. Saito Division of Molecular Genetics, Center for Biomedical Science, Chiba University School of Medicine, 1-8-1 Inohana, Chuo-ku, Chiba, 260 Japan Search for more papers by this author V.L.J. Tybulewicz V.L.J. Tybulewicz National Institute for Medical Research, The Ridgeway, Mill Hill, London, NW7 1AA UK Search for more papers by this author S.P. Watson Corresponding Author S.P. Watson Department of Pharmacology, University of Oxford, Mansfield Road, Oxford, OX1 3QT UK Search for more papers by this author Author Information A. Poole2, J.M. Gibbins1, M. Turner3, M.J. van Vugt4, J.G.J. van de Winkel4, T. Saito5, V.L.J. Tybulewicz3 and S.P. Watson 1 1Department of Pharmacology, University of Oxford, Mansfield Road, Oxford, OX1 3QT UK 2Department of Pharmacology, University of Bristol,School of Medical Sciences, University Walk, Clifton, Bristol, BS8 1TD UK 3National Institute for Medical Research, The Ridgeway, Mill Hill, London, NW7 1AA UK 4Deparment of Immunology, University Hospital Utrecht, PO Box 85.500, NL-3508 GA Utrecht, The Netherlands 5Division of Molecular Genetics, Center for Biomedical Science, Chiba University School of Medicine, 1-8-1 Inohana, Chuo-ku, Chiba, 260 Japan The EMBO Journal (1997)16:2333-2341https://doi.org/10.1093/emboj/16.9.2333 PDFDownload PDF of article text and main figures. ToolsAdd to favoritesDownload CitationsTrack CitationsPermissions ShareFacebookTwitterLinked InMendeleyWechatReddit Figures & Info Activation of mouse platelets by collagen is associated with tyrosine phosphorylation of multiple proteins including the Fc receptor γ-chain, the tyrosine kinase Syk and phospholipase Cγ2, suggesting that collagen signals in a manner similar to that of immune receptors. This hypothesis has been tested using platelets from mice lacking the Fc receptor γ-chain or Syk. Tyrosine phosphorylation of Syk and phospholipase Cγ2 by collagen stimulation is absent in mice lacking the Fc receptor γ-chain. Tyrosine phosphorylation of phospholipase Cγ2 by collagen stimulation is also absent in mice platelets which lack Syk, although phosphorylation of the Fc receptor γ-chain is maintained. In contrast, tyrosine phosphorylation of platelet proteins by the G protein-coupled receptor agonist thrombin is maintained in mouse platelets deficient in Fc receptor γ-chain or Syk. The absence of Fc receptor γ-chain or Syk is accompanied by a loss of secretion and aggregation responses in collagen- but not thrombin-stimulated platelets. These observations provide the first direct evidence of an essential role for the immunoreceptor tyrosine-based activation motif (ITAM) in signalling by a non-immune receptor stimulus. Introduction Collagen is an abundant extracellular matrix protein present in blood vessel subendothelium. Upon damage to the endothelial lining, platelets adhere to collagen fibres and undergo activation through a tyrosine kinase-dependent mechanism leading to secretion of granule contents and platelet aggregation. The molecular mechanism underlying these activation events by collagen is not established, with several platelet surface glycoproteins implicated as collagen receptors, including the integrin α2β1 (Santoro et al., 1988), glycoprotein IV (GPIIIb, CD36) (Tandon et al., 1989), glycoprotein VI (Ryo et al., 1992) and uncharacterized 65 (Chiang and Kang, 1982) and 85–90 kDa glycoproteins (Deckmyn et al., 1992). Patients with defects in expression of these proteins, or who possess autoantibodies to them, display mild bleeding disorders (Moroi et al., 1989; Deckmyn et al., 1992; Ryo et al., 1992; Kehrel et al., 1993; Daniel et al., 1994b; McKeown et al., 1994). Collagen induces phosphorylation of multiple platelet proteins on tyrosine, including the Fc receptor γ-chain (FcR γ-chain), the non-receptor tyrosine kinase Syk and phospholipase Cγ2 (PLCγ2) (Blake et al., 1994; Daniel et al., 1994a; Fujii et al., 1994; Yanaga et al., 1995; Asazuma et al., 1996; Gibbins et al., 1996). Syk assembles into signalling complexes at the plasma membrane via interaction between its tandem Src homology 2 (SH2) domains and a tyrosine-phosphorylated immunoreceptor tyrosine-based activation motif (ITAM). We recently proposed a model for collagen-induced signalling in human platelets in which receptor clustering induced by collagen leads to tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain, possibly by a Src family kinase, allowing binding of Syk, which becomes tyrosine phosphorylated and activated (Gibbins et al., 1996). This initiates a series of events which may involve other kinases and adapter proteins leading to tyrosine phosphorylation and activation of PLCγ2. This model has been evaluated in the present study using platelets from genetically modified mice which lack the FcR γ-chain or Syk. Results Tyrosine phosphorylation in collagen- and thrombin-stimulated platelets Collagen and thrombin stimulated distinct but overlapping increases in whole cell tyrosine phosphorylation in platelets (Figures 1 and 2A). Both agonists stimulated increases in tyrosine phosphorylation of proteins of ∼42, 70–75, 100, 110 and 130 kDa in platelets from B6 mice; the 42 and 110 kDa proteins were more heavily phosphorylated in thrombin-stimulated cells. The largest increase in tyrosine phosphorylation was in the 70–75 kDa proteins. Collagen but not thrombin also stimulated marked tyrosine phosphorylation of a 36 kDa protein. A candidate protein for this is p36-38 which is tyrosine phosphorylated in collagen-stimulated human platelets and associates with the SH2 domains of Grb2 and PLCγ1 (Robinson et al., 1996). Figure 1.Absence of tyrosine phosphorylation of Syk and PLCγ2 in collagen-stimulated platelets which lack the FcR γ-chain. Platelets prepared from control B6 and FcR γ-chain-deficient mice were stimulated with collagen (10 or 60 μg/ml for 120 s) or thrombin (1 or 10 U/ml for 60 s). For whole cell lysates (A), stimulation was terminated by addition of Laemmli sample treatment buffer and samples immunoblotted for phosphotyrosine residues. Tyrosine-phosphorylated bands corresponding to Syk (72 kDa), PLCγ2 (140–150 kDa) and the FcR γ-chain (14 kDa) cannot be resolved from other tyrosine-phosphorylated proteins in whole cell lysates or are absent. For immunoprecipitations of Syk (B) and PLCγ2 (C), stimulation was terminated by addition of NP-40 lysis buffer and precipitated proteins were immunoblotted for phosphotyrosine residues (upper immunoblot in each panel). Immunoprecipitations were verified by reprobing for the relevant protein [lower immunoblot of (B) and (C)]. Results are representative of two FcR γ-chain −/− mutants and two control mice. Download figure Download PowerPoint Figure 2.Tyrosine phosphorylation of PLCγ2 is absent in collagen-stimulated platelets which lack Syk, but phosphorylation of the FcR γ-chain is maintained. Platelets were prepared from either control Syk-deficient or control radiation chimeric mice (A, B and C) or from Syk-deficient mutant mice or control 129/Sv mice (D). (A) Whole cell lysates were prepared from platelets stimulated with collagen (60 μg/ml for 120 s) by addition of reducing Laemmli sample treatment buffer. Samples were separated by SDS–PAGE on 10–18% gradient slab gels and immunoblotted for phosphotyrosine (i) and subsequently for Syk (ii). (B) PLCγ2 was immunoprecipitated from NP-40-solubilized extracts of platelets stimulated with collagen (60 μg/ml for 120 s). Proteins were separated by SDS–PAGE on 10–18% gradient slab gels and immunoblotted for phosphotyrosine (i) and for PLCγ2 (ii). (C) FcR γ-chain from NP-40-solubilized extracts of platelets stimulated with collagen (60 μg/ml for 120 s) was precipitated with a GST fusion protein containing the tandem SH2 domains of Syk. Precipitated proteins were separated by SDS–PAGE under non-reducing conditions and immunoblotted for phosphotyrosine (i) and for FcR γ-chain (ii). Under these conditions, the FcR γ-chain appears as a doublet of between 22 and 25 kDa apparent molecular weight. The protein detected in (ii) corresponds to the upper tyrosine-phosphorylated band in (i). (D) Whole cell lysates were prepared from platelets stimulated with collagen (10 μg/ml for 120 s) or thrombin (10 U/ml for 60 s) by addition of reducing Laemmli sample treatment buffer. Samples were separated by SDS–PAGE on 10–18% gradient slab gels and immunoblotted for phosphotyrosine (i) and subsequently for Syk (ii), the latter to confirm the absence of the kinase. Results are representative of four Syk-deficient radiation chimeric mice (A, B and C) and four Syk-deficient mutant mice (D). Download figure Download PowerPoint The concentration–response curve for the increase in tyrosine phosphorylation in response to collagen occurred over a similar range (3–100 μg/ml) to that in human platelets (not shown). For the purpose of studies in which tissue was limiting, 10 and 60 μg/ml were chosen to represent low and high concentrations of collagen, respectively. Thrombin stimulated tyrosine phosphorylation at a threshold of 1 U/ml and produced a maximal effect at 10 U/ml. The relative insensitivity to thrombin compared with human platelets is consistent with a novel receptor as demonstrated in mutant mice lacking the 'classical' thrombin receptor (Connolly et al., 1996). Thrombin stimulated a rapid onset of tyrosine phosphorylation which was detectable within 5 s of stimulation. In contrast, the response to collagen is delayed by ∼15 s, as with human platelets. The increase in phosphorylation was maintained for up to 300 s for both agonists (not shown). Antibodies and a GST fusion protein were used to precipitate and identify specific proteins which undergo tyrosine phosphorylation. Collagen stimulated tyrosine phosphorylation of Syk and PLCγ2, with marked phosphorylation observed at 60 μg/ml (Figures 1 and 2B). No tyrosine-phosphorylated proteins co-immunoprecipitated with PLCγ2. An unidentified tyrosine-phosphorylated protein of 80 kDa co-immunoprecipitated (not shown) with Syk, which may be the same protein as that seen in human platelets in Syk immunoprecipitates (Asselin et al., 1997). Thrombin also stimulated tyrosine phosphorylation of Syk and PLCγ2, although to a much lesser extent, with phosphorylation of PLCγ2 being particularly weak (Figure 1). Collagen stimulated tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain (Figure 2C) which was precipitated by association with the GST fusion protein of the tandem SH2 domains of Syk. These results agree with previous observations in human platelets (Blake et al., 1994; Daniel et al., 1994a; Fujii et al., 1994; Yanaga et al., 1995; Asazuma et al., 1996; Gibbins et al., 1996). Collagen-stimulated tyrosine phosphorylation of Syk and PLCγ2 is absent in platelets lacking the FcR γ-chain Collagen did not stimulate an increase in whole cell tyrosine phosphorylation in platelets from mutant mice lacking the FcR γ-chain (Figure 1). Immunoprecipitation of Syk and PLCγ2 demonstrated that tyrosine phosphorylation of these proteins in response to collagen was almost completely absent in FcR γ-chain-deficient platelets (Figure 1). The small increase in phosphorylation of both proteins observed was reproducible, suggesting the existence of an alternative pathway of collagen receptor signalling independent of the FcR γ-chain. The relatively small increase in tyrosine phosphorylation induced by thrombin (10 U/ml) in FcR γ-chain-deficient mice was comparable with that in control animals, demonstrating that the FcR γ-chain is not essential for phosphorylation of Syk and PLCγ2 by the G protein receptor-coupled agonist. Collagen-stimulated tyrosine phosphorylation of FcR γ-chain, but not PLCγ2, in Syk-deficient platelets As reported previously, the survival rate of Syk-deficient mutant mice to adulthood is extremely low (Cheng et al., 1995; Turner et al., 1995). Four Syk-deficient animals on an outbred genetic background survived to adulthood and were used for experimentation. None of the four animals exhibited an increase in whole cell tyrosine phosphorylation in response to collagen (Figure 2D). In contrast, thrombin stimulated a similar pattern of tyrosine phosphorylation to that in control cells, possibly with a small reduction in the 72 kDa region, the position of Syk (Figure 2D and data not shown). In order to extend these findings, further experiments were performed using radiation chimeric animals which had been reconstituted with fetal liver lacking Syk; confirmation of successful reconstitution was obtained by immunoblotting for Syk [Figure 2A(ii)]. As found in platelets from Syk −/− mutants, collagen also failed to stimulate tyrosine phosphorylation in chimeric Syk-deficient animals [Figure 2A(i)]. We have shown previously in human platelets that only a small proportion of total cellular FcR γ-chain becomes tyrosine phosphorylated on collagen stimulation and, consequently, it is difficult to detect on anti-phosphotyrosine immunoblots of whole cell lysates (Gibbins et al., 1996). This was also the case with mouse platelets, although overexposure of immunoblots from collagen-stimulated platelets allowed detection of an increase in tyrosine phosphorylation of a protein of 10–14 kDa under reducing conditions and at ∼25 kDa under non-reducing conditions, the expected position of the FcR γ-chain under the respective conditions. Tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain was investigated by precipitation with a GST fusion protein containing the tandem SH2 domains of Syk, followed by immunoblotting (Figure 2C). Collagen stimulated tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain in Syk-deficient mice, with the relative increase in tyrosine phosphorylation over basal being similar to that in platelets from control mice; however, the absolute level of tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain in the control and stimulated samples was lower than that in control mice [Figure 2C(i)] despite a similar level of expression of the FcR γ-chain [Figure 2C(ii)]. These data demonstrate that tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain in collagen-stimulated platelets is independent of Syk. The lower level of tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain in control and stimulated samples could be due to a protective action of Syk against dephosphorylation mediated through binding of its tandem SH2 domain to the phosphotyrosine residues in the ITAM of the FcR γ-chain. Tyrosine phosphorylation of PLCγ2 induced by collagen was absent in Syk-deficient animals, suggesting that its phosphorylation occurs downstream of Syk (Figure 2B). Release of 5-HT following collagen stimulation is absent in platelets deficient in FcR γ-chain or Syk, whereas the response to thrombin is maintained Collagen stimulated the release of [3H]5-hydroxytryptamine (5-HT) over the same concentration range as that for whole cell tyrosine phosphorylation (3–100 μg/ml), with maximal release occurring at 100 μg/ml (49.9 ± 6.6% of tissue [3H]5-HT content, n = 4, 129/Sv mice). Thrombin also stimulated release over the same concentration range as that for tyrosine phosphorylation, with a threshold at 1 U/ml and maximal release at 10 U/ml (73.6 ± 2.4% of tissue [3H]5-HT content, n = 4, 129/Sv mice). Stimulation of [3H]5-HT release by collagen (60 μg/ml) was inhibited completely in mutants deficient in FcR γ-chain or Syk relative to litter-matched controls (Figure 3). The response to collagen (60 μg/ml) is also inhibited completely in chimeric Syk-deficient mice (−2.1 ± 0.8% of tissue [3H]5-HT content, n = 4). The response to collagen (10 and 60 μg/ml) in mice heterozygous for Syk (+/−) was ∼50% of that in controls (not shown). In contrast, the response to thrombin (10 U/ml) was not altered in mutants deficient in FcR γ-chain or Syk (Figure 3). Figure 3.Release of 5-HT from platelets stimulated with collagen is absent in mice deficient in FcR γ-chain or Syk, but the response to thrombin is maintained. (A) Platelets were prepared from control mice (□) and FcR γ-chain-deficient mutant mice (▪), loaded with [3H]5-HT and stimulated with either collagen (60 μg/ml for 120 s) or thrombin (10 U/ml for 60 s). Stimulation was terminated by centrifugation and the amount of [3H]5-HT released into the supernatant measured by scintillation spectrometry. [3H]5-HT release is expressed as a percentage of total tissue content (basal release = 0%). Results represent mean ± SE from three FcR γ-chain-deficient mutants and three control mice. (B) Platelets were prepared from control mice (□) and from Syk-deficient mutant mice (▪), loaded with [3H]5-HT and stimulated with either collagen (60 μg/ml for 120 s) or thrombin (10 U/ml for 60 s). Stimulation was terminated by centrifugation to pellet platelets, and the amount of [3H]5-HT released into the supernatant was measured by scintillation spectrometry. [3H]5-HT release is expressed as a percentage of total tissue content (basal release = 0%). Results represent mean ± SE from Syk-deficient mutants and control mice. Download figure Download PowerPoint Aggregation and release of arachidonic acid in response to collagen are absent in platelets deficient in Syk, whereas responses to thrombin are maintained The above data are consistent with an essential role for the FcR γ-chain and Syk in collagen receptor signalling in platelets. The functional significance of the increase in tyrosine phosphorylation of Syk in thrombin-stimulated platelets, however, is not clear. The role of Syk in receptor signalling by collagen and thrombin was therefore extended to further functional responses, namely aggregation, adhesion and release of arachidonic acid, in chimeric Syk-deficient animals. Aggregation was assessed by the reduction in single platelet number. This requires less tissue than methods that measure changes in optical density such as Born aggregometry, and is highly sensitive as it detects formation of microaggregates. Studies of aggregation induced by collagen, however, are complicated by the decrease in platelet count which occurs as a result of adhesion to the extracellular matrix protein. This is illustrated by the use of the fibrinogen receptor antagonist Arg–Gly–Asp–Ser (RGDS) which prevents platelet aggregation. Collagen (60 μg/ml) reduces the platelet count to 9.5 ± 4.1% (n = 3) of non-stimulated samples, while this is increased to 27 ± 2.0% (n = 3) in the presence of RGDS (Figure 4A). The reduction in platelet count in the presence of RGDS reflects adhesion, while the difference between the two values is due to aggregation. This is illustrated further by the use of a collagen-related peptide (CRP) which supports a much lower level of platelet adhesion than that by collagen as it does not bind to the integrin α2β1 (Morton et al., 1995). CRP stimulates a marked decrease in platelet count in the absence of RGDS, but induces a much lower decrease in platelet count in its presence (Figure 4B). Figure 4.Collagen- and CRP-induced platelet aggregation, but not adhesion, is reduced in platelets which lack Syk. Platelets were prepared from control and Syk-deficient radiation chimeric mice and stimulated with (A) collagen (60 μg/ml for 120 s) or (B) CRP (3 μg/ml for 120 s) and in the absence (□) or presence (▪) of the tetrapeptide RGDS (1 mM). Aggregation was halted by addition of glutaraldehyde (see Materials and methods) and the level of aggregation determined by measuring the reduction in single platelets in suspension. The platelet count in stimulated samples is expressed as a percentage of the platelet count in unstimulated samples. Results represent mean ± SE from four Syk-deficient radiation chimeric mice and three control mice. Download figure Download PowerPoint The reduction in single platelet count induced by collagen or CRP in the Syk-deficient chimeric mice is not significantly different from that in control mice in the presence of RGDS (Figure 4), consistent with a lack of aggregation. Further, the response to collagen or CRP is not altered by addition of RGDS in the Syk-deficient chimeric mice, confirming the lack of aggregation (Figure 4). In contrast, the reduction in single platelet count by thrombin (10 U/ml) was not altered significantly in the Syk-deficient chimeric mice. Thrombin decreased the platelet count to 4.6 ± 2.3% and 10.7 ± 4.7% in control (n = 3) and chimeric mice (n = 4), respectively. Collagen (3–100 μg/ml) and thrombin (1–10 U/ml) induce release of [3H]arachidonic acid from platelets over the same concentration range as that for stimulation of tyrosine phosphorylation. Collagen induced a greater release than thrombin in control mice. Release of [3H]arachidonic acid by collagen was completely inhibited in the Syk-deficient chimeric mice whereas, once again, the response to thrombin was not altered (Figure 5). Figure 5.Release of arachidonic acid in response to collagen stimulation is reduced in platelets which lack Syk, but their response to thrombin stimulation is maintained. Platelets were prepared from control mice and from Syk-deficient radiation chimeric mice and loaded with [3H]arachidonic acid. Samples were stimulated with collagen (60 μg/ml for 120 s) or thrombin (10 U/ml for 60 s). Stimulation was terminated by centrifugation to pellet platelets, and the amount of [3H]arachidonic acid released into the supernatant was measured by scintillation spectrometry. [3H]Arachidonic acid release is expressed as a percentage of total tissue content (basal release = 0%). Results represent mean ± SE from four Syk-deficient radiation chimeric mice (▪) and three control mice (□). Download figure Download PowerPoint Platelet number and bleeding times In view of the critical role of Syk in B-cell development (Cheng et al., 1995; Turner et al., 1995), it was of interest to investigate whether Syk has a role in platelet formation. The platelet count was comparable in control (1.01 ± 0.14×108/ml; n = 5) and chimeric Syk-deficient mice (1.22 ± 0.11×108/ml; n = 4), and also in Syk-deficient mutants (not shown). The platelet number was also similar in FcR γ-chain-deficient mutants (1.50 ± 0.12×108/ml; n = 3) relative to controls (1.50 ± 0.33×108/ml; n = 3). Bleeding times were not significantly different between control (155 ± 15 s; n = 4) and chimeric Syk-deficient mice (184 ± 61 s; n = 4). Discussion There is mounting evidence in support of the two-step, two-site model of collagen signalling in human platelets (Morton et al., 1989, 1995; Santoro et al., 1991). The initial interaction of collagen fibres with the platelet surface is mediated through the integrin α2β1, an Mg2+-dependent process (Santoro et al., 1988). This is believed to facilitate interaction of collagen with an uncharacterized low-affinity signal-transducing receptor coupled to the FcR γ-chain. Phosphorylation of the FcR γ-chain on its ITAM tyrosine residues and its association with Syk leads to tyrosine phosphorylation and activation of PLCγ2, possibly via adapter proteins and additional tyrosine kinases. Binding of collagen to the integrin α2β1 is not essential for stimulation; collagen induces tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain, Syk and PLCγ2 in the absence of Mg2+ or in the presence of antibodies to the integrin, albeit to a lower level (Gibbins et al., 1996; Asselin et al., 1997). CRP, a synthetic peptide based on the triple-helical structure of collagen, also stimulates phosphorylation of these three proteins but does not support adhesion to α2β1 (Gibbins et al., 1996; Asselin et al., 1997). The roles of the FcR γ-chain and Syk in collagen signalling have been tested in the present study using platelets from genetically modified mice. It is not possible to perform similar studies on human platelets because of the lack of a nucleus and the absence of established procedures for platelet formation in vitro. Mouse platelets respond in a similar manner to human platelets when stimulated with collagen, but are less sensitive to thrombin. As in human platelets, collagen induces tyrosine phosphorylation of multiple platelet proteins including the FcR γ-chain, Syk and PLCγ2. These proteins are phosphorylated to a much smaller extent, or not at all, in thrombin-stimulated platelets. Whole cell protein tyrosine phosphorylation induced by collagen is abrogated in platelets lacking the FcR γ-chain and Syk, whereas the response to thrombin is similar to that in control platelets. In particular, tyrosine phosphorylation of PLCγ2 induced by collagen is blocked in mice lacking either protein. Tyrosine phosphorylation of Syk is also absent in mice lacking the FcR γ-chain, whereas tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain is maintained in mice lacking Syk. These results place tyrosine phosphorylation of Syk downstream of the FcR γ-chain and tyrosine phosphorylation of PLCγ2 downstream of both the FcR γ-chain and Syk, consistent with the above model. This sequence is the same as that established previously for signalling by immune receptors. For example, tyrosine phosphorylation of the FcR γ-chain by cross-linking of the mast FcϵRI receptor is mediated upstream of the tyrosine kinase Syk and is essential for mast cell activation (Jouvin et al., 1994; Oliver et al., 1994; Costello et al., 1997). It is likely that this pathway is also important in the activation of human platelets by collagen. Okuma's group has identified an individual deficient in glycoprotein VI, a candidate collagen receptor, whose platelets do not undergo aggregation or exhibit increased tyrosine phosphorylation of Syk in response to collagen whereas activation of c-src is maintained (Ichinohe et al., 1997). Glycoprotein VI also co-immunoprecipitates with the FcR γ-chain, providing evidence for their association in vivo (J.M.Gibbins, M.Okuma and S.P.Watson, unpublished). These observations suggest a pathway of platelet activation by collagen mediated through glycoprotein VI, the FcR γ-chain and the tyrosine kinase Syk. The FcR γ-chain also associates with FcγRI, FcγRIII and FcϵRI, and is required for their cell surface expression (Takai et al., 1994; van Vugt et al., 1996). It may have a similar role in the regulation of the expression of the collagen receptor. This could not be tested in the present study because of the absence of antibodies which recognize glycoprotein VI in the mouse. Tyrosine phosphorylation of PLCγ2 by collagen is believed to be essential for phosphoinositide hydrolysis and the onset of secretion and aggregation responses. Consistent with this, collagen-induced dense granule secretion, measured by release of [3H]5-HT, is absent in mice deficient in the FcR γ-chain and Syk whereas the response to thrombin is not altered. The release of arachidonic acid and onset of aggregation induced by collagen were also inhibited in mice deficient in Syk (not studied for the FcR γ-chain-deficient mice). Adhesion of platelets to collagen fibres is not altered in the chimeric Syk-deficient mice, demonstrating independence from the tyrosine kinase. Activation-independent adhesion to collagen via α2β1 has been described in human platelets (Morton et al., 1994). Role of FcR γ-chain and Syk in thrombin-stimulated platelets Tyrosine phosphorylation of Syk in

The biochemical events underlying the ability of thrombin to enhance the metabolism of inositol phospholipids in human platelets have been investigated using platelets prelabeled with [3H]inositol. Thrombin treatment caused rapid formation of radioactive inositol monophosphate (IP), inositol bisphosphate (IP2), and inositol trisphosphate (IP3) with less marked and more variable changes in the levels of radioactive inositol phospholipids. Formation of IP2 and IP3 could be detected 5 s after exposure to thrombin and before IP levels increased. Low doses of thrombin which produced only shape change in human platelets also caused significant formation of IP2 and IP3 but not IP. These results suggest that thrombin-induced platelet activation may be mediated through hydrolysis of polyphosphoinositides. The majority of IP formed presumably arises from the hydrolysis of IP2. Prostacyclin inhibited thrombin-induced formation of all three inositol phosphates.

Abstract Platelet C-type lectin-like receptor 2 (CLEC-2) has been proposed as a potential anti-thrombotic target as genetic or antibody-mediated receptor deficiency prevents occlusive thrombus formation in mice. This occurs through interaction with an unknown ligand as the endogenous ligand podoplanin is not present in the vasculature. However, the CLEC-2-podoplanin interaction does have an important role in tumour metastasis. There are currently no methods to test potential human therapeutics targeting CLEC-2, such as antibodies, in vivo . We have therefore generated and characterised a humanised CLEC-2 mouse (hCLEC-2 KI ) and developed a novel monoclonal anti-human CLEC-2 antibody, HEL1, for in vivo testing. hCLEC-2 KI mice were phenotypically normal and had comparable platelet glycoprotein receptor expression, activation and aggregation to wildtype platelets. hCLEC-2 KI mice had both comparable bleeding and vessel occlusion times to WT mice. Challenging hCLEC-2 KI mice with HEL1 or a second monoclonal anti-hCLEC-2 antibody, AYP1, resulted in transient thrombocytopenia as well as CLEC-2 depletion for more than 2 weeks but had no effect on haemostasis. This illustrates the power of the humanised CLEC-2 mouse model in evaluating novel therapeutics in vivo , including antibodies that target CLEC-2, as well as the limited effect on haemostasis when targeting CLEC-2.

Abstract Macrophage recruitment during sterile inflammation and infection is essential to clear pathogens, apoptotic cells and debris. However, persistent macrophage accumulation leads to chronic inflammation. Platelets are emerging as key modulators of the inflammatory response. Here, we identify that platelet C-type-lectin-like receptor-2 (CLEC-2) is a crucial immunomodulatory receptor through the interaction with podoplanin, upregulated on inflammatory macrophages. Mechanistically, platelet CLEC-2 upregulates the expression of podoplanin and its co-ligands CD44 and ERM proteins, leading to actin rearrangement and promotion of cell migration; this is mimicked by recombinant CLEC-2-Fc (rCLEC-2-Fc). Treatment of LPS-challenged mice with rCLEC-2-Fc induces a rapid emigration of peritoneal macrophages to mesenteric lymph nodes, through a gradient generated by the podoplanin ligand, CCL21, to prime T cells. We propose that crosslinking podoplanin using rCLEC-2-Fc is a novel, cell-specific strategy to accelerate macrophage removal from the site of inflammation, and hence promote the resolution of the inflammatory response. Visual Abstract Summary Persistent macrophage accumulation in inflamed tissue leads to chronic inflammation and organ damage. Bourne et al. identify recombinant CLEC-2-Fc crosslinking podoplanin on inflammatory macrophages, as a cell-specific strategy to accelerate their emigration to draining lymph nodes, and reduce local inflammation.

Abstract Circulating large “preplatelets” undergo fission via barbell platelet intermediates into two smaller, mature platelets. In this study, we determine whether preplatelets and/or barbells are equivalent to reticulated/immature platelets by using ImageStream flow cytometry (ISFC) and super-resolution microscopy. Immature platelets, preplatelets and barbells were quantified in healthy and thrombocytopenic mice, healthy human volunteers, and patients with immune thrombocytopenia (ITP) or undergoing chemotherapy. Preplatelets and barbells were 1.9%+0.18/1.7%+0.48 (n=6) and 3.3%+1.6/0.5%+0.27 (n=12) of total platelet counts in murine and human whole blood, respectively. Both preplatelets and barbells exhibited high expression of HLA-I with high thiazole orange and mitotracker fluorescence. Tracking dye experiments confirmed that preplatelets transform into barbells and undergo fission ex vivo to increase platelet counts, with dependence upon the cytoskeleton and normal mitochondrial respiration. Samples from antibody-induced thrombocytopenia in mice and patients with ITP had increased levels of both preplatelets and barbells correlating with immature platelet levels. Furthermore, barbells were absent post-chemotherapy in patients. In mice, in vivo biotinylation confirmed that barbells, but not all large platelets, were immature. This study demonstrates that a subpopulation of large platelets are immature preplatelets that can transform into barbells and undergo fission during maturation.