Summary Vibrio campbellii is a Gram-negative bacterium that is free-living and ubiquitous in marine environments, and it is a pathogen of fish and shellfish. Swimming motility via a single polar flagellum is a critical virulence factor in V. campbellii pathogenesis, and disruption of the flagellar motor significantly decreases host mortality. To examine V. campbellii flagellar gene regulation, we identified homologs of flagellar and chemotaxis genes conserved in other members of the Vibrionaceae and determined the transcriptional profile of these loci using differential RNA-seq. We systematically deleted all 63 predicted flagellar and chemotaxis genes in V. campbellii and examined their effects on motility and flagellum production. We specifically focused on the core flagellar regulators of the flagellar regulatory hierarchy established in other Vibrios : RpoN (σ 54 ), FlrA, FlrC, and FliA. Our results show that V. campbellii transcription of flagellar and chemotaxis genes is governed by a multi-tiered regulatory hierarchy similar to other motile Vibrio species but with two critical differences: the σ 54 -dependent regulator FlrA is dispensable for motility, and Class II gene expression is independent of σ 54 regulation. Our genetic and phenotypic dissection of the V. campbellii flagellar regulatory network highlights the differences that have evolved in flagellar regulation across the Vibrionaceae .

Experimental studies of transcriptional regulation in bacteria require the ability to precisely measure changes in gene expression, often accomplished through the use of reporter genes. However, the boundaries of promoter sequences required for transcription are often unknown, thus complicating construction of reporters and genetic analysis of transcriptional regulation. Here, we analyze reporter libraries to define the promoter boundaries of the luxCDABE bioluminescence operon and the betIBA-proXWV osmotic stress operon in Vibrio harveyi. We describe a new method called RAIL (Rapid Arbitrary PCR Insertion Libraries) that combines the power of arbitrary PCR and isothermal DNA assembly to rapidly clone promoter fragments of various lengths upstream of reporter genes to generate large libraries. To demonstrate the versatility and efficiency of RAIL, we analyzed the promoters driving expression of the luxCDABE and betIBA-proXWV operons and created libraries of DNA fragments from these loci fused to fluorescent reporters. Using flow cytometry sorting and deep sequencing, we identified the DNA regions necessary and sufficient for maximum gene expression for each promoter. These analyses uncovered previously unknown regulatory sequences and validated known transcription factor binding sites. We applied this high-throughput method to gfp, mCherry, and lacZ reporters and multiple promoters in V. harveyi. We anticipate that the RAIL method will be easily applicable to other model systems for genetic, molecular, and cell biological applications.

In marine Vibrio species, chitin-induced natural transformation enables bacteria to take up DNA from the external environment and integrate it into their genome via homologous recombination. Expression of the master competence regulator TfoX bypasses the need for chitin induction and drives expression of the genes required for competence in several Vibrio species. Here, we show that TfoX expression in two Vibrio campbellii strains, DS40M4 and NBRC 15631, enables high frequencies of natural transformation. Conversely, transformation was not achieved in the model quorum-sensing strain V. campbellii BB120 (previously classified as Vibrio harveyi). Surprisingly, we find that quorum sensing is not required for transformation in V. campbellii DS40M4. This result is in contrast to Vibrio cholerae that requires the quorum-sensing regulator HapR to activate the competence regulator QstR. However, similar to V. cholerae, QstR is necessary for transformation in DS40M4. To investigate the difference in transformation frequencies between BB120 and DS40M4, we used previously studied V. cholerae competence genes to inform a comparative genomics analysis coupled with transcriptomics. BB120 encodes homologs of all known competence genes, but most of these genes were not induced by ectopic expression of TfoX, which likely accounts for the non-functional natural transformation in this strain. Comparison of transformation frequencies among Vibrio species indicates a wide disparity among even closely related strains, with Vibrio vulnificus having the lowest functional transformation frequency. We show that ectopic expression of both TfoX and QstR is sufficient to produce a significant increase in transformation frequency in Vibrio vulnificus.

Abstract Bacteria sense population density via the cell-cell communication system called quorum sensing (QS). Some QS-regulated phenotypes ( e.g. , secreted enzymes, chelators), are public goods exploitable by cells that stop producing them. We uncovered a phenomenon in which Vibrio cells optimize expression of the methionine and tetrahydrofolate (THF) synthesis genes via QS. Strains that are genetically ‘locked’ at high cell density grow slowly in minimal glucose media and suppressor mutants accumulate via inactivating-mutations in metF (methylenetetrahydrofolate reductase) and luxR (the master QS transcriptional regulator). Methionine/THF synthesis genes are repressed at low cell density when glucose is plentiful and are de-repressed by LuxR at high cell density as glucose becomes limiting. In mixed cultures, QS mutant strains initially co-exist with wild-type, but as glucose is depleted, wild-type outcompetes the QS mutants. Thus, QS regulation of methionine/THF synthesis is a fitness benefit that links private and public goods within the QS regulon, preventing accumulation of QS-defective mutants.

Summary Vibrio campbellii BB120 (previously classified as Vibrio harveyi ) is a fundamental model strain for studying quorum sensing in vibrios. A phylogenetic evaluation of sequenced Vibrio strains in Genbank revealed that BB120 is closely related to the environmental isolate V. campbellii DS40M4. We exploited DS40M4’s competence for exogenous DNA uptake to rapidly generate >30 isogenic strains with deletions of genes encoding BB120 quorum-sensing system homologs. Our results show that the quorum-sensing circuit of DS40M4 is distinct from BB120 in three ways: 1) DS40M4 does not produce an acyl homoserine lactone autoinducer but encodes an active orphan LuxN receptor, 2) the quorum regulatory small RNAs (Qrrs) are not solely regulated by autoinducer signaling through the response regulator LuxO, and 3) the DS40M4 quorum-sensing regulon is much smaller than BB120 (~100 genes vs ~400 genes, respectively). Using comparative genomics to expand our understanding of quorum-sensing circuit diversity, we observe that conservation of LuxM/LuxN proteins differs widely both between and within Vibrio species. These strains are also phenotypically distinct: DS40M4 exhibits stronger interbacterial cell killing, whereas BB120 forms more robust biofilms and is bioluminescent. These results underscore the need to examine wild isolates for a broader view of bacterial diversity in the marine ecosystem. Originality-Significance Statement Wild bacterial isolates yield important information about traits that vary within species. Here, we compare environmental isolate Vibrio campbellii DS40M4 to its close relative, the model strain BB120 that has been a fundamental strain for studying quorum sensing for >30 years. We examine several phenotypes that define this species, including quorum sensing, bioluminescence, and biofilm formation. Importantly, DS40M4 is naturally transformable with exogenous DNA, which allows for the rapid generation of mutants in a laboratory setting. By exploiting natural transformation, we genetically dissected the functions of BB120 quorum-sensing system homologs in the DS40M4 strain, including two-component signaling systems, transcriptional regulators, and small RNAs.

Bacteria sense population density via the cell–cell communication system called quorum sensing (QS). The evolution of QS and its maintenance or loss in mixed bacterial communities is highly relevant to understanding how cell–cell signaling impacts bacterial fitness and competition, particularly under varying environmental conditions such as nutrient availability. We uncovered a phenomenon in which Vibrio cells grown in minimal medium optimize expression of the methionine and tetrahydrofolate (THF) synthesis genes via QS. Strains that are genetically “locked” at high cell density grow slowly in minimal glucose media and suppressor mutants accumulate via inactivating-mutations in metF (methylenetetrahydrofolate reductase) and luxR (the master QS transcriptional regulator). In mixed cultures, QS mutant strains initially coexist with wild type, but as glucose is depleted, wild type outcompetes the QS mutants. Thus, QS regulation of methionine/THF synthesis is a fitness benefit that links nutrient availability and cell density, preventing accumulation of QS-defective mutants.