Significance DNA transposons that translocate by excision from a donor site and insertion into a target site are often used for genome engineering by insertional mutagenesis and transgenesis. The piggyBac element is especially useful because it can excise precisely from an insertion site, restoring the site to its pretransposon state. Precise excision is particularly useful when transient transgenesis is needed, for example, in the transient introduction of transcription factors for induced pluripotent stem cell production. We have used mutagenesis to generate an Excision + Integration − transposase that allows piggyBac excision without potentially harmful reintegration. These mutations likely lie in a target DNA-binding domain.

ABSTRACT Measles virus (MeV) is the most contagious human virus, but we do not fully understand why. Unlike most respiratory viruses, MeV does not infect the airway epithelium immediately. MeV traverses the epithelium within immune cells that carry it to lymphatic organs where amplification occurs. Infected immune cells then synchronously deliver large amounts of virus to the airways. However, our understanding of MeV replication in airway epithelia is limited. To model it, we use well-differentiated primary cultures of human airway epithelial cells (HAE) from lung donors. In HAE, MeV spreads directly cell-to-cell forming infectious centers that grow for ∼3-5 days, are stable for a few days, and then disappear. Transepithelial electrical resistance remains intact during the entire course of HAE infection, thus we hypothesized that MeV infectious centers may slough off while preserving epithelial function. After documenting by confocal microscopy that infectious centers progressively detach from HAE, we recovered apical washes and separated cell-associated from cell-free virus by centrifugation. Virus titers were about 10 times higher in the cell-associated fraction than in the supernatant. In sloughed infectious centers, ciliary beating persisted and apoptotic markers were not readily detected, suggesting that they retain functional metabolism. Cell-associated MeV infected primary human monocyte-derived macrophages, modeling the first stage of infection in a new host. Single-cell RNA sequencing identified wound healing, cell growth, and cell differentiation as biological processes relevant for infectious center sloughing. 5-ethynyl-2’-deoxyuridine (EdU) staining located proliferating cells underneath infectious centers. Thus, cells located below infectious centers divide and differentiate to repair the extruded infected epithelial patch. As an extension of these studies, we postulate that expulsion of infectious centers through coughing and sneezing could contribute to MeV’s strikingly high reproductive number by allowing the virus to survive longer in the environment and by delivering a high infectious dose to the next host. AUTHOR SUMMARY Measles virus (MeV) is a respiratory pathogen that infects millions worldwide each year. Although sometimes mischaracterized as an innocuous childhood disease, measles remains a leading cause of death for children under five. MeV is the most contagious human virus and requires vaccination rates above 90% to maintain herd immunity. Global decreases in vaccination rates over the past ten years contributed to recent, widespread MeV outbreaks. We uncover here a novel mechanism by which MeV exits the human airways that may explain why it is much more contagious than other viruses. We document that infected cells containing cell-associated virus slough en masse from the airway epithelial sheet. These expelled infectious centers are metabolically active and can transmit infection to primary human monocyte-derived macrophages more efficiently than cell-free virus particles. Thus, cell-associated MeV can transmit host-to-host, a new paradigm for efficient respiratory virus transmission.

Abstract Life-long expression of a gene therapy agent likely requires targeting stem cells. Here we ask the question: does viral vector transduction or ectopic expression of a therapeutic transgene preclude airway stem cell function? We used a lentiviral vector containing a GFP or cystic fibrosis transmembrane conductance regulator ( CFTR ) transgene to transduce primary airway basal cells from human cystic fibrosis (CF) or non-CF lung donors and monitored expression and function after differentiation. Ussing chamber measurements confirmed CFTR-dependent chloride channel activity in CF donor cells. Immunostaining, quantitative real-time PCR, and single-cell sequencing analysis of cell-type markers indicated that vector transduction or CFTR expression does not alter the formation of pseudostratified, fully-differentiated epithelial cell cultures or cell type distribution. These results have important implications for use of gene addition or gene editing strategies as life-long curative approaches for lung genetic diseases.

Abstract A fundamental challenge for cystic fibrosis (CF) gene therapy is ensuring sufficient transduction of airway epithelia to achieve therapeutic correction. Hypertonic saline (HTS) is frequently administered to people with CF to enhance mucus clearance. HTS transiently disrupts epithelial cell tight junctions, but its ability to improve gene transfer has not been investigated. Here, we asked if increasing the concentration of NaCl enhances the transduction efficiency of three gene therapy vectors: adenovirus, AAV, and lentiviral vectors. Vectors formulated with 3–7% NaCl exhibited markedly increased transduction for all three platforms, leading to anion channel correction in primary cultures of human CF epithelial cells and enhanced gene transfer in mouse and pig airways in vivo. The mechanism of transduction enhancement involved tonicity but not osmolarity or pH. Formulating vectors with a high ionic strength solution is a simple strategy to greatly enhance efficacy and immediately improve preclinical or clinical applications.

ABSTRACT A fundamental challenge for cystic fibrosis (CF) gene therapy is ensuring sufficient ransduction of airway epithelia to achieve therapeutic correction. Hypertonic saline (HTS) is frequently administered to people with CF to enhance mucus clearance. HTS transiently disrupts epithelial cell tight unctions, but its ability to improve gene transfer has not been investigated. Here we asked if increasing the concentration of NaCl enhances the transduction efficiency of three gene therapy vectors: adenovirus, AAV, and lentiviral vectors. Vectors formulated with 3-7% NaCl exhibited markedly increased transduction for all hree platforms, leading to anion channel correction in primary cultures of human CF epithelial cells and enhanced gene transfer in mouse and pig airways in vivo . The mechanism of transduction enhancement nvolved tonicity but not osmolarity or pH. Formulating vectors with a high ionic strength solution is a simple strategy to greatly enhance efficacy and immediately improve preclinical or clinical applications. One Sentence Summary Formulating adenoviral, AAV, and lentiviral vectors with hypertonic saline remarkably enhances lung gene transfer. (114 characters, including spaces)