Abstract Microalgae are highly efficient photosynthetic organisms that hold enormous potential as sources of renewable energy. In particular, Chlorella pyrenoidosa displays a rapid growth rate, high tolerance to light, and high lipid content, making it especially valuable for applications such as flue gas CO 2 fixation, biofuel production, and nutritional extracts. In order to unveil its full potential, it is necessary to characterize its subcellular architecture. Here, we achieved three-dimensional (3D) visualization of the architectures of C. pyrenoidosa cells, by combining focused ion beam scanning electron microscopy (FIB/SEM), cryo-FIB milling, and cryo-electron tomography (cryo-ET). These high-resolution images bring to light intricate features of intact organelles, including thylakoid membranes, pyrenoid, starch granules, mitochondria, nucleus, lipid droplets and vacuoles, as well as the fine architectures within the chloroplast, including the concave-convex pyrenoid, plastoglobules, thylakoid tips, and convergence zones. Significantly, comparative analysis of wild-type and nuclear-irradiated mutagenic strains determined that cell volume and surface area of mutant cells have increased substantially to 2.2-fold and 1.7-fold, respectively, consistent with up-regulation of the enzyme Rubisco and enhanced photosynthetic metabolic processes. Moreover, quantitative analysis established that the thylakoid membrane width in mutant cells increased to 1.3-fold, while the membrane gap decreased to 0.8-fold, possibly contributing to the higher biomass growth rate of mutant cells. Our work reveals the first 3D subcellular architectures of C. pyrenoidosa cell and provides a structural framework for unlocking the higher growth rate in microalgae relevant to a wide range of industrial applications.

Abstract To clarify dynamic changes of organelle microstructures in Chlorella pyrenoidosa cells during photosynthetic growth with CO 2 fixation, three-dimensional organelle microstructures in three growth periods of meristem, elongation and maturity were quantitatively determined and comprehensively reconstructed with focused ion beam scanning electron microscopy (FIB-SEM). The single round-pancake mitochondria in each cell split into a dumbbell and then into a circular ring, while barycenter distance of mitochondria to chloroplast and nucleus was reduced to 45.5% and 88.3% to strengthen energy transfer, respectively. The single pyrenoid consisting of a large part and another small part in each chloroplast gradually developed to a mature state in which the two parts were nearly equal in size. The nucleolus progressively became larger with euchromatin replication. The number of starch grains gradually increased, but average grain volume remained nearly unchanged.

Abstract Widely present in mammalian proteomes, intrinsically disordered regions (IDRs) in proteins play important biological functions by conferring structural flexibility and mediating biomolecular interactions. IDR-containing proteins, including many RNA-binding proteins (RBPs), are prone to misfolding and aggregation and must be constantly monitored. Here we show that the conserved ZSWIM8-type Cullin-RING ubiquitin ligase (CRL ZSWIM8 ) is a master regulator of such proteins during brain development. ZSWIM8 selects its substrates via an IDR-dependent mechanism, and deletion of ZSWIM8 causes aberrant accumulation of numerous RBPs including AGO2 and ELAV1 in neonatal brains. Furthermore, AGO2 ubiquitination by ZSWIM8 is triggered by microRNA binding, leading to target-directed microRNA degradation (TDMD) of MiR7. Dysregulation of MiR7 in the absence of ZSWIM8 results in defects in oligodendrocyte maturation and functions. Together, our findings have demonstrated that, by utilizing variable target-recognition strategies, ZSWIM8 controls the abundance of conformationally flexible RBPs and miRNA metabolism that are essential for brain development. Teaser A conserved ubiquitin ligase controls the quality of disordered proteins to ensure brain development.