Abstract DiGeorge Syndrome, or 22q11.2 deletion syndrome (22q11.2 DS), is a genetic disorder caused by microdeletions in chromosome 22, impairing the function of endothelial cells (EC) and/or mural cells and leading to deficits in blood vessel development such as abnormal aortic arch morphology, tortuous retinal vessels, and tetralogy of Fallot. The mechanism by which dysfunctional endothelial cells and pericytes contribute to the vasculopathy, however, remains unknown. In this study, we used human blood vessel organoids (VOs) generated from iPSC of 22q11.2 DS patients to model the vascular malformations and genetic dysfunctions. We combined high-resolution lightsheet imaging and single-cell transcriptome analysis to link the genetic profile and vascular phenotype at the single-cell level. We developed a comprehensive analytical methodology by integrating deep learning-mediated blood vessel segmentation, network graph construction, and tessellation analysis for automated morphology characterization. We report that 22q11.2DS VOs demonstrate a smaller size with increased angiogenesis/sprouting, suggesting a less stable vascular network. Overall, clinical presentations of smaller vascular diameter, less connected vasculature, and increased branch points were recapitulated in 22q11.2DS VOs. Single-cell transcriptome profiling showed heterogeneity in both 22q11.2DS and control VOs, but the former demonstrated alterations in endothelial characteristics that are organ-specific and suggest a perturbation in the vascular developmental process. Intercellular communication analysis indicated that the vascular dysfunctions in 22q11.2 deletion were due to a lower cell-cell contact and upregulated extracellular matrix organization involving collagen and fibronectin. Voronoi diagram-based tessellation analysis also indicated that the colocalization of endothelial tubes and mural cells was different between control and 22q11.2 VOs, indicating that alterations in EC and mural interactions might contribute to the deficits in vascular network formation. This study illustrates the utility of VO in revealing the pathogenesis of 22q11.2DS vasculopathy.

An unprecedented trimethylsilyl trifluoromethanesulfonate (TMSOTf)-promoted selective double insertion of isocyanides into aldehydes was developed, providing an efficient protocol for synthetically challenging β-carbonyl α-iminoamides. The given approach is applicable for a diverse selection of readily accessible aldehydes, along with isocyanides serving as essential precursors for "amide" and "imine" scaffolds. The versatile transformations of the given products were demonstrated, and the pivotal intermediates for the plausible mechanism were identified.

Up-regulation of Mirta22/Emc10 is a major transcriptional effect of the 22q11.2-associated microRNA dysregulation and underlies key cellular as well as behavioral deficits. EMC10 is a component of the ER membrane complex, which promotes membrane insertion of a subset of polytopic and tail-anchored membrane proteins. Here we show that EMC10 expression is elevated in hiPSC-derived neurons from 22q11.2 deletion carriers and that reduction of EMC10 levels restores defects in neurite outgrowth and calcium signaling. Moreover, using both a conditional genetic knock-out and injection of Antisense Oligonucleotides, we demonstrate that normalization of Emc10 levels in adult mouse brain rescues social memory deficits. The observations that elevated EMC10 expression is deleterious in 22q11.2 deletion carriers and that sustained elevation of EMC10 throughout the adult life can interfere with neural processes point to manipulations of EMC10 levels and downstream targets as a specific venue to ameliorate or even prevent disease progression in 22q11.2 deletion syndrome.

SETD1A , a lysine-methyltransferase, is a key schizophrenia susceptibility gene. Mice carrying a heterozygous loss-of-function mutation of the orthologous gene exhibit alterations in axonal branching and cortical synaptic dynamics, accompanied by working memory deficits. We show that Setd1a binds both promoters and enhancers with a striking overlap between Setd1a and Mef2 on enhancers. Setd1a targets are highly expressed in pyramidal neurons and display a complex pattern of transcriptional up- and down-regulations shaped by presumed opposing functions of Setd1a on promoters and Mef2-bound enhancers. Notably, evolutionary conserved Setd1a targets are associated with neuropsychiatric genetic risk burden. Reinstating Setd1a expression in adulthood rescues cognitive deficits. Finally, we identify LSD1 as a major counteracting demethylase for Setd1a, and show that its pharmacological antagonism results in a full rescue of the behavioral and morphological deficits in Setd1a -deficient mice. Our findings advance understanding of how SETD1A mutations predispose to SCZ and point to novel therapeutic interventions.

Abstract Adults and children afflicted with the 22q11.2 deletion syndrome (22q11.2DS) exhibit cognitive, social, and emotional impairments, and are at significantly heightened risk for schizophrenia (SCZ). The impact of this deletion on early human brain development, however, has remained unclear. Here we harness organoid models of the developing human cerebral cortex, cultivated from subjects with 22q11.2DS and SCZ, as well as unaffected control samples, to identify cell-type-specific developmental abnormalities arising from this genomic lesion. Leveraging single-cell RNA-sequencing in conjunction with experimental validation, we find that the loss of genes within the 22q11.2 locus leads to a delayed development of cortical neurons. This compromised development was reflected in an elevated proportion of actively proliferating neural progenitor cells, coupled with a decreased fraction of more mature neurons. Furthermore, we identify perturbed molecular imprints linked to neuronal maturation, observe the presence of sparser neurites, and note a blunted amplitude in glutamate-induced Ca2+ transients. The aberrant transcription program underlying impaired development contains molecular signatures significantly enriched in neuropsychiatric genetic liability. MicroRNA profiling and target gene investigation suggest that microRNA dysregulation may drive perturbations of genes governing the pace at which maturation unfolds. Using protein-protein interaction network analysis we define complementary effects stemming from additional genes residing within the deleted locus. Our study uncovers reproducible neurodevelopmental and molecular alterations due to 22q11.2 deletions. These findings have the potential to facilitate disease modeling and promote the pursuit of therapeutic interventions.

Abstract Vascular malformation, a key clinical phenotype of Proteus syndrome, lacks effective models for pathophysiological study and drug development due to limited patient sample access. To bridge this gap, we built a human vascular organoid model replicating Proteus syndrome’s vasculature. Using CRISPR/Cas9 genome editing and gene overexpression, we created induced pluripotent stem cells (iPSCs) embodying the Proteus syndrome-specific AKT E17K point mutation for organoid generation. Our findings revealed that AKT overactivation in these organoids resulted in smaller sizes yet increased vascular connectivity, although with less stable connections. This could be due to the significant vasculogenesis induced by AKT overactivation. This phenomenon likely stems from boosted vasculogenesis triggered by AKT overactivation, leading to increased vascular sprouting. Additionally, a notable increase in dysfunctional PDGFRβ + mural cells, impaired in matrix secretion, was observed in these AKT-overactivated organoids. The application of AKT inhibitors (ARQ092, AZD5363, or GDC0068) reversed the vascular malformations; the inhibitors’ effectiveness was directly linked to reduced connectivity in the organoids. In summary, our study introduces an innovative in vitro model combining organoid technology and gene editing to explore vascular pathophysiology in Proteus syndrome. This model not only simulates Proteus syndrome vasculature but also holds potential for mimicking vasculatures of other genetically driven diseases. It represents an advance in drug development for rare diseases, historically plagued by slow progress.

Schistosome infection showed protective effects against allergic airway inflammation (AAI). However,controversial findings exist especially regarding the timing of helminth infection and the underlying mechanisms. Moreover, most previous studies focused on understanding the preventive effect of schistosome infection on asthma (infection before allergen sensitization), while its therapeutic effects (infection after allergen sensitization) were rarely investigated. In this study, we investigated the therapeutic effects of schistosome infection on AAI using a mouse model of OVA induced asthma. To explore how the timing of schistosome infection influences its therapeutic effect, the mice were percutaneously infected with cercaria of Schistosoma japonicum at either 1 day before OVA induced asthma attack (infection at lung-stage during AAI) or 14 days before OVA induced asthma attack (infection at post lung-stage during AAI). We found that lung-stage schistosome infection significantly ameliorated OVA-induced AAI, whereas post lung-stage infection showed no therapeutic effect. Mechanistically, the lung-stage schistosome infection significantly upregulated the frequency of Treg, especially OVA specific Treg, in lung tissue, which negatively correlated with the level of OVA specific IgE. Depletion of Treg in vivo counteracted the therapeutic effect. Furthermore, transcriptomic analysis of lung tissue showed that lung-stage schistosome infection during AAI shaped the microenvironment to favor Treg induction. In conclusion, our data showed that lung-stage schistosome infection could relieve OVA induced asthma in a mouse model. The therapeutic effect was mediated by the upregulated OVA specific Treg which suppressed IgE production and Th2 cytokine secretion. Our results may facilitate the discovery of a new therapy for AAI.### Competing Interest Statement

Summary The impact of long-term opioid exposure on the embryonic brain is crucial to healthcare due to the surging number of pregnant mothers with an opioid dependency. Current studies on the neuronal effects are limited due to human brain inaccessibility and cross-species differences among animal models. Here, we report a model to assess cell-type specific responses to acute and chronic fentanyl treatment, as well as fentanyl withdrawal, using human induced pluripotent stem cell (hiPSC)-derived midbrain organoids. Single cell mRNA sequencing (25,510 single cells in total) results suggest that chronic fentanyl treatment arrests neuronal subtype specification during early midbrain development and alters the pathways associated with synaptic activities and neuron projection. Acute fentanyl treatment, however, increases dopamine release but does not induce significant changes in gene expressions of cell lineage development. To date, our study is the first unbiased examination of midbrain transcriptomics with synthetic opioid treatment at the single cell level.

Autism spectrum disorder (ASD) represents a major public health burden but translating promising treatment findings from preclinical non-human models of ASD to the clinic has remained challenging. The recent development of forebrain organoids generated from human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) derived from subjects with brain disorders is a promising method to study human-specific neurobiology, and may facilitate the development of novel therapeutics. In this study, we utilized forebrain organoids generated from hiPSCs derived from patients from the Old Order Amish community with a rare syndromic form of ASD, carrying a homozygous c.3709DelG mutation in CNTNAP2 and healthy controls to investigate the effects of this mutation on cortical embryonic development. Patients carrying the c.3709DelG mutation in CNTNAP2 present with an increased head circumference and brain MRI reveals an increase in gray matter volume. Patient-derived organoids displayed an increase in total volume that was driven by an increased proliferation in neural progenitor cells, leading to an increase in the generation of cortical neuronal and non-neuronal cell types. The observed phenotypes were rescued after correction of the pathogenic mutation using CRISPR-Cas9. RNA sequencing revealed 339 genes differentially expressed between patient- and control-derived organoids of which a subset are implicated in cell proliferation and neurogenesis. Notably, these differentially expressed genes included previously identified ASD-associated genes and are enriched for genes in ASD-associated weighted gene co-expression networks. This work provides a critical step towards understanding the role of CNTNAP2 in human cortical development and has important mechanistic implications for ASD associated with brain overgrowth. This CNTNAP2 organoid model provides opportunity for further mechanistic inquiry and development of new therapeutic strategies for ASD.