Chromatin modifying activities inherent to polycomb repressive complexes PRC1 and PRC2 play an essential role in gene regulation, cellular differentiation, and development. However, the mechanisms by which these complexes recognize their target sites and function together to form repressive chromatin domains remain poorly understood. Recruitment of PRC1 to target sites has been proposed to occur through a hierarchical process, dependent on prior nucleation of PRC2 and placement of H3K27me3. Here, using a de novo targeting assay in mouse embryonic stem cells we unexpectedly discover that PRC1-dependent H2AK119ub1 leads to recruitment of PRC2 and H3K27me3 to effectively initiate a polycomb domain. This activity is restricted to variant PRC1 complexes, and genetic ablation experiments reveal that targeting of the variant PCGF1/PRC1 complex by KDM2B to CpG islands is required for normal polycomb domain formation and mouse development. These observations provide a surprising PRC1-dependent logic for PRC2 occupancy at target sites in vivo.

CpG islands (CGIs) are associated with most mammalian gene promoters. A subset of CGIs act as polycomb response elements (PREs) and are recognized by the polycomb silencing systems to regulate expression of genes involved in early development. How CGIs function mechanistically as nucleation sites for polycomb repressive complexes remains unknown. Here we discover that KDM2B (FBXL10) specifically recognizes non-methylated DNA in CGIs and recruits the polycomb repressive complex 1 (PRC1). This contributes to histone H2A lysine 119 ubiquitylation (H2AK119ub1) and gene repression. Unexpectedly, we also find that CGIs are occupied by low levels of PRC1 throughout the genome, suggesting that the KDM2B-PRC1 complex may sample CGI-associated genes for susceptibility to polycomb-mediated silencing. These observations demonstrate an unexpected and direct link between recognition of CGIs by KDM2B and targeting of the polycomb repressive system. This provides the basis for a new model describing the functionality of CGIs as mammalian PREs.DOI:http://dx.doi.org/10.7554/eLife.00205.001.

In higher eukaryotes, up to 70% of genes have high levels of nonmethylated cytosine/guanine base pairs (CpGs) surrounding promoters and gene regulatory units. These features, called CpG islands, were identified over 20 years ago, but there remains little mechanistic evidence to suggest how these enigmatic elements contribute to promoter function, except that they are refractory to epigenetic silencing by DNA methylation. Here we show that CpG islands directly recruit the H3K36-specific lysine demethylase enzyme KDM2A. Nucleation of KDM2A at these elements results in removal of H3K36 methylation, creating CpG island chromatin that is uniquely depleted of this modification. KDM2A utilizes a zinc finger CxxC (ZF-CxxC) domain that preferentially recognizes nonmethylated CpG DNA, and binding is blocked when the CpG DNA is methylated, thus constraining KDM2A to nonmethylated CpG islands. These data expose a straightforward mechanism through which KDM2A delineates a unique architecture that differentiates CpG island chromatin from bulk chromatin.

ABSTRACT The 10x Genomics Gene Expression Flex protocol allows profiling of fixed or frozen material, greatly simplifying the logistics of sample collection, storage and transfer prior to single -cell sequencing. The method makes single-cell transcriptomics possible for existing fresh-frozen or FFPE tissue samples, but also facilitates the logistics of the sampling process, allowing instant preservation of samples. The technology relies on species-specific probes available for human and mouse. Nevertheless, processing of patient-derived (PDX) or cell line (CDX) xenografts, which contain mixed human and mouse cells, is currently not supported by this protocol due to the high degree of homology between the probe sets. Here we show that it is feasible to simultaneously profile populations containing both human and mouse cells by mixing the transcriptome probe sets of both species. Cellranger outputs a count table for each of the species allowing evaluation of the performance of the different probe sets. Cross-reactive probes are greatly outperformed by the specific probe hybridizations leading to a clear difference in the recovery of UMIs and unique genes per cell. Furthermore, we developed a pipeline that removes cross-reactive signal from the data and provides species-specific count tables for further downstream analysis. Hence, the 10x Genomics Gene Expression Flex protocol can be used to process xenograft samples without the need for separation of human and mouse cells by flow sorting and allows analysis of the human and mouse single-cell transcriptome from each sample. We anticipate it will be increasingly used for single-cell sequencing of cancer cell line and patient-derived xenografts, facilitating the preservation of the samples and allowing the interrogation of both the (human) xenograft and the (mouse) tumor microenvironment at single-cell resolution.