Abstract Mutations in the tumour suppressor gene BRCA2 are associated with predisposition to breast and ovarian cancers. BRCA2 has a central role in maintaining genome integrity by facilitating the repair of toxic DNA double-strand breaks (DSBs) by homologous recombination (HR). BRCA2 acts by promoting RAD51 nucleoprotein filament formation on resected single-stranded DNA, but how BRCA2 activity is regulated during HR is not fully understood. Here, we delineate a pathway where ATM and ATR kinases phosphorylate a highly conserved region in BRCA2 in response to DSBs. These phosphorylations stimulate the binding of the protein phosphatase PP2A-B56 to BRCA2 through a conserved binding motif. We show that the phosphorylation-dependent formation of the BRCA2-PP2A-B56 complex is required for efficient RAD51 loading to sites of DNA damage and HR-mediated DNA repair. Moreover, we find that several cancer-associated mutations in BRCA2 deregulate the BRCA2-PP2A-B56 interaction and sensitize cells to PARP inhibition. Collectively, our work uncovers PP2A-B56 as a positive regulator of BRCA2 function in HR with clinical implications for BRCA2 and PP2A-B56 mutated cancers.

DNA-protein crosslinks (DPCs) are toxic lesions that inhibit DNA related processes. Post-translational modifications (PTMs), including SUMOylation and ubiquitylation, play a central role in DPC resolution, but whether other PTMs are also involved remains elusive. Here, we identify a DPC repair pathway orchestrated by poly-ADP-ribosylation (PARylation). Using Xenopus egg extracts, we show that DPCs on single-stranded DNA gaps can be targeted for degradation via a replication-independent mechanism. During this process, DPCs are initially PARylated by PARP1 and subsequently ubiquitylated and degraded by the proteasome. Notably, PARP1-mediated DPC resolution is required for resolving topoisomerase 1-DNA cleavage complexes (TOP1ccs) induced by camptothecin. Using the Flp-nick system, we further reveal that in the absence of PARP1 activity, the TOP1cc-like lesion persists and induces replisome disassembly when encountered by a DNA replication fork. In summary, our work uncovers a PARP1-mediated DPC repair pathway that may underlie the synergistic toxicity between TOP1 poisons and PARP inhibitors. The authors identify a DNA-protein crosslink (DPC) repair pathway orchestrated by poly-ADP-ribosylation. In this process, PARP1 PARylates the DPC, marking it for removal by proteolysis. Consequently, PARP1 facilitates the repair of DPCs located next to DNA breaks, such as topoisomerase 1-DPCs.

Colibactin is a secondary metabolite produced by bacteria present in the human gut and is implicated in the progression of colorectal cancer and inflammatory bowel disease. This genotoxin alkylates deoxyadenosines on opposite strands of host cell DNA to produce DNA interstrand cross-links (ICLs) that block DNA replication. While cells have evolved multiple mechanisms to resolve ("unhook") ICLs encountered by the replication machinery, little is known about which of these pathways promote resistance to colibactin-induced ICLs. Here, we use

Abstract Translesion DNA synthesis (TLS) is an essential process that allows cells to bypass lesions encountered during DNA replication and is emerging as a primary target of chemotherapy. Among vertebrate DNA polymerases, polymerase kappa (Pol() has the unique ability to bypass minor groove DNA adducts in vitro. However, Pol(is also required for cells to overcome major groove DNA adducts but the basis of this requirement is unclear. Here, we combine CRISPR base editor screening technology in human cells with TLS analysis of defined DNA lesions in Xenopus egg extracts to unravel the functions and regulations of Pol(during lesion bypass. Strikingly, we show that Pol(has two main functions during TLS, which are differentially regulated via Rev1 binding. On the one hand, Pol(is essential to replicate across minor groove DNA lesions in a process that depends on PCNA ubiquitylation but is independent of Rev1. On the other hand, via its cooperative interaction with Rev1 and ubiquitylated PCNA, Pol(stabilizes the Rev1-Pol(extension complex on DNA to allow extension past major groove DNA lesions and abasic sites, in a process that is independent of Pol(catalytic activity. Together, our work identifies catalytic and non-catalytic functions of Pol(in TLS and reveals important regulatory mechanisms underlying the unique domain architecture present at the C-terminal end of Y-family TLS polymerases.

Abstract Ubiquitin widely modifies proteins, thereby regulating most cellular functions. The complexity of ubiquitin signalling necessitates unbiased methods enabling global detection of dynamic protein ubiquitylation. Here, we describe UBIMAX ( UB iquitin target Identification by M ass spectrometry in X enopus egg extracts), which enriches ubiquitin-conjugated proteins and quantifies regulation of protein ubiquitylation under precise and adaptable conditions. We benchmark UBIMAX by investigating DNA double-strand break-responsive ubiquitylation events, identifying previously known targets and revealing the actin-organising protein Dbn1 as a novel major target of DNA damage-induced ubiquitylation. We find that Dbn1 is targeted for proteasomal degradation by the SCF β-Trcp1 ubiquitin ligase, in a conserved mechanism driven by ATM-mediated phosphorylation of a previously uncharacterized β-Trcp1 degron containing an SQ motif. We further show that this degron is sufficient to induce DNA-damage dependent protein degradation of a model substrate. Collectively, we demonstrate UBIMAX’s ability to identify novel targets of stimulus-regulated ubiquitylation and reveal an SCF β-Trcp1 -mediated ubiquitylation mechanism controlled directly by the apical DNA damage response kinases.

Summary The hexameric AAA+ ATPase p97/VCP functions as an essential mediator of ubiquitin-dependent cellular processes, extracting ubiquitylated proteins from macromolecular complexes or membranes by catalyzing their unfolding. p97 is directed to ubiquitylated client proteins via multiple cofactors, most of which interact with the p97 N-domain. Here, we discovered that FAM104A, a protein of unknown function that we named VCF1 (VCP/p97 Cofactor FAM104 1), acts as a novel p97 cofactor in human cells. Detailed structure-function studies revealed that VCF1 directly binds p97 via a conserved novel α-helical motif that recognizes the p97 N-domain with unusually high affinity, exceeding that of other cofactors. We show that VCF1 engages in joint p97 complex formation with the heterodimeric primary p97 cofactor UFD1-NPL4 and promotes p97-UFD1-NPL4-dependent proteasomal degradation of ubiquitylated substrates in cells. Mechanistically, VCF1 indirectly stimulates UFD1-NPL4 interactions with ubiquitin conjugates via its binding to p97 but has no intrinsic affinity for ubiquitin. Collectively, our findings establish VCF1 as an unconventional p97 cofactor that promotes p97-dependent protein turnover by facilitating p97-UFD1-NPL4 recruitment to ubiquitylated targets.

Abstract Temozolomide (TMZ), a DNA methylating agent, is the primary chemotherapeutic drug used in glioblastoma treatment. TMZ induces mostly N-alkylation adducts (N7-methylguanine and N3-methyladenine) and some O 6 -methylguanine (O 6 mG). Current models propose that during DNA replication, thymine is incorporated across from O 6 mG, promoting a futile cycle of mismatch repair (MMR) that leads to DNA double strand breaks (DSBs). To revisit the mechanism of O 6 mG processing, we reacted plasmid DNA with N-Methyl-N-nitrosourea (MNU), a temozolomide mimic, and incubated it in Xenopus egg extracts. We show that in this system, mismatch repair (MMR) proteins are enriched on MNU-treated DNA and we observe robust, MMR-dependent, repair synthesis. Our evidence also suggests that MMR, initiated at O 6 mG:C sites, is strongly stimulated in cis by repair processing of other lesions, such as N-alkylation adducts. Importantly, MNU-treated plasmids display DSBs in extracts, the frequency of which increased linearly with the square of alkylation dose. We suggest that DSBs result from two independent repair processes, one involving MMR at O 6 mG:C sites and the other involving BER acting at a nearby N-alkylation adducts. We propose a new, replication-independent mechanism of action of TMZ, that operates in addition to the well-studied cell cycle dependent mode of action.

Covalent and non-covalent nucleoprotein complexes impede replication fork progression and thereby threaten genome integrity. Using Xenopus laevis egg extracts, we previously showed that when a replication fork encounters a covalent DNA-protein cross-link (DPC) on the leading strand template, the DPC is degraded to a short peptide, allowing its bypass by translesion synthesis polymerases. Strikingly, we show here that when DPC proteolysis is blocked, the replicative DNA helicase (CMG), which travels on the leading strand template, still bypasses the intact DPC. The DNA helicase RTEL1 facilitates bypass, apparently by translocating along the lagging strand template and generating single-stranded DNA downstream of the DPC. Remarkably, RTEL1 is required for efficient DPC proteolysis, suggesting that CMG bypass of a DPC normally precedes its proteolysis. RTEL1 also promotes fork progression past non-covalent protein-DNA complexes. Our data suggest a unified model for the replisome's response to nucleoprotein barriers.

DNA-protein crosslinks (DPCs) are bulky DNA lesions that interfere with DNA metabolism and therefore threaten genomic integrity. Recent studies implicate the metalloprotease SPRTN in S-phase removal of DPCs, but how SPRTN activity is coupled to DNA replication is unknown. Using Xenopus egg extracts that recapitulate replication-coupled DPC proteolysis, we show that DPCs can be degraded by SPRTN or the proteasome, which act as independent DPC proteases. Proteasome recruitment requires DPC polyubiquitylation, which is triggered by single-stranded DNA, a byproduct of DNA replication. In contrast, SPRTN-mediated DPC degradation is independent of DPC polyubiquitylation but requires polymerase extension of a nascent strand to the lesion. Thus, SPRTN and proteasome activities are coupled to DNA replication by distinct mechanisms and together promote replication across immovable protein barriers.