Living cells have the capability to synthesize molecular components and precisely assemble them from the nanoscale to build macroscopic living functional architectures under ambient conditions. 1–3 The emerging field of living materials has leveraged microbial engineering to produce materials for various applications, but building 3D structures in arbitrary patterns and shapes has been a major challenge. 1–14 We set out to develop a new bioink, termed as “microbial ink” that is produced entirely from genetically engineered microbial cells, programmed to perform a bottom-up, hierarchical self-assembly of protein monomers into nanofibers, and further into nanofiber networks that comprise extrudable hydrogels. We further demonstrate the 3D printing of functional living materials by embedding programmed Escherichia coli ( E. coli ) cells and nanofibers into microbial ink, which can sequester toxic moieties, release biologics and regulate its own cell growth through the chemical induction of rationally designed genetic circuits. This report showcases the advanced capabilities of nanobiotechnology and living materials technology to 3D-print functional living architectures.

Abstract Bacterial cellulose (BC) has excellent material properties and can be produced cheaply and sustainably through simple bacterial culture, but BC-producing bacteria lack the extensive genetic toolkits of model organisms such as Escherichia coli . Here, we describe a simple approach for producing highly programmable BC materials through incorporation of engineered E. coli . The acetic acid bacterium Gluconacetobacter hansenii was co-cultured with engineered E. coli in droplets of glucose-rich media to produce robust cellulose capsules, which were then colonized by the E. coli upon transfer to selective lysogeny broth media. We show that the encapsulated E. coli can produce engineered protein nanofibers within the cellulose matrix, yielding hybrid capsules capable of sequestering specific biomolecules from the environment and enzymatic catalysis. Furthermore, we produced capsules capable of altering their own bulk physical properties through enzyme-induced biomineralization. This novel system, based on autonomous biological fabrication, significantly expands the functionality of BC-based living materials.

Abstract Living systems have not only the exemplary capability to fabricate materials ( e.g. wood, bone) under ambient conditions but they also consist of living cells that imbue them with properties like growth and self-regeneration. Like a seed that can grow into a sturdy living wood, we wondered: can living cells alone serve as the primary building block to fabricate stiff materials? Here we report the fabrication of stiff living materials (SLMs) produced entirely from microbial cells, without the incorporation of any structural biopolymers ( e.g. cellulose, chitin, collagen) or biominerals ( e.g. hydroxyapatite, calcium carbonate) that are known to impart stiffness to biological materials. Remarkably, SLMs are also lightweight, strong, resistant to organic solvents and can self-regenerate. This living materials technology can serve as a powerful biomanufacturing platform to design and develop sustainable structural materials, biosensors, self-regulators, self-healing and environment-responsive smart materials.

Novel design strategies are essential to realize the full potential of Engineered Living Materials (ELMs), including their biodegradability, manufacturability, sustainability, and ability to tailor functional properties. Toward these goals, we present Mechanically Engineered Living Material with Compostability, Healability, and Scalability (MECHS), a material that integrates these features in the form of a stretchable plastic that is simultaneously flushable, compostable, and exhibits the characteristics of paper. This plastic/paper-like material is produced directly from cultured bacterial biomass (40%) producing engineered curli protein nanofibers in scalable quantities (0.5-1 g L-1). The elongation at break (1-160%) and Youngs modulus (6-450 MPa) of MECHS was tuned to more than two orders of magnitude. By genetically encoded covalent crosslinking of curli nanofibers, we increase the Youngs modulus by two times. MECHS biodegrades completely in 15-75 days, while its mechanical properties are comparable to petrochemical plastics and thus may find use as compostable materials for primary packaging.

Abstract Enteric microbial pathogens, including Escherichia coli, Shigella and Cryptosporidium species, take a particularly heavy toll in low-income countries and are highly associated with infant mortality. We describe here a means to display anti-infective agents on the surface of a probiotic bacterium. Because of their stability and versatility, VHHs, the variable domains of camelid heavy-chain-only antibodies, have potential as components of novel agents to treat or prevent enteric infectious disease. We isolated and characterized VHHs targeting several enteropathogenic Escherichia.coli (EPEC) virulence factors: flagellin (Fla), which is required for bacterial motility and promotes colonization; both intimin and the translocated intimin receptor (Tir), which together play key roles in attachment to enterocytes; and E. coli secreted protein A (EspA), an essential component of the type III secretion system (T3SS) that is required for virulence. Several VHHs that recognize Fla, intimin, or Tir blocked function in vitro . The probiotic strain E. coli Nissle 1917 (EcN) produces on the bacterial surface curli fibers, which are the major proteinaceous component of E. coli biofilms. A subset of Fla-, intimin-, or Tir-binding VHHs, as well as VHHs that recognize either a T3SS of another important bacterial pathogen ( Shigella flexneri ), a soluble bacterial toxin (Shiga toxin or Clostridioides difficile toxin TcdA), or a major surface antigen of an important eucaryotic pathogen ( Cryptosporidium parvum ) were fused to CsgA, the major curli fiber subunit. Scanning electron micrographs indicated CsgA-VHH fusions were assembled into curli fibers on the EcN surface, and Congo Red binding indicated that these recombinant curli fibers were produced at high levels. Ectopic production of these VHHs conferred on EcN the cognate binding activity and, in the case of anti-Shiga toxin, was neutralizing. Taken together, these results demonstrate the potential of the curli-based pathogen sequestration strategy described herein and contribute to the development of novel VHH-based gut therapeutics. Author Summary Enteric pathogens are the causative agents of diarrheal disease – a leading cause of infant morbidity and mortality worldwide. While treatment and prevention options such as drugs or vaccines exist for some pathogens, their efficacy and availability are often limited. New therapeutic strategies are therefore needed, especially inexpensive agents in low-income countries where enteric disease burdens are highest. One promising avenue for novel treatments uses VHHs – highly stable, well-expressed, antibody domains derived from camelid species such as llamas and alpacas. The small size, high stability and simple structure of these antibody fragments enables their streamlined production by bacteria such as E. coli , potentially reducing cost and improving scalability. In this work, we describe the development of VHHs targeting multiple virulence factor proteins of pathogenic E. coli and other leading causes of diarrheal disease. These VHHs provide new tools for the research community and may serve as promising components of agents that prevent or treat pathogen infections. Towards that goal, we engineered a novel system in which the probiotic, mucus-establishing bacterial strain E. coli Nissle 1917 (EcN) is used to express and display VHHs at high density on its surface. By demonstrating the ability of these engineered EcN to bind to pathogens, we provide a first step toward using such probiotics as a cheap, simple, and effective treatment for enteric pathogen infections.