Cysteine plays an essential role in cellular redox homeostasis as a key constituent of the tripeptide glutathione (GSH). A rate limiting step in cellular GSH synthesis is the availability of cysteine. However, circulating cysteine exists in the blood as the oxidised di-peptide cystine, requiring specialised transport systems for its import into the cell. System xc- is a dedicated cystine transporter, importing cystine in exchange for intracellular glutamate. To counteract elevated levels of reactive oxygen species in cancerous cells system xc- is frequently upregulated, making it an attractive target for anticancer therapies. However, the molecular basis for ligand recognition remains elusive, hampering efforts to specifically target this transport system. Here we present the cryo-EM structure of system xc- in both the apo and glutamate bound states. Structural comparisons reveal an allosteric mechanism for ligand discrimination, supported by molecular dynamics and cell-based assays, establishing a mechanism for cystine transport in human cells.

Abstract Mycobacterium tuberculosis is protected from antibiotic therapy by a multi-layered hydrophobic cell envelope. Major facilitator superfamily (MFS) transporter Rv1410 and the periplasmic lipoprotein LprG are involved in transport of triacylglycerides (TAGs) that seal the mycomembrane. Here, we report a 2.7 Å structure of a mycobacterial Rv1410 homologue, which adopts an outward-facing conformation and exhibits unusual transmembrane helix 11 and 12 extensions that protrude ∼20 Å into the periplasm. A small, very hydrophobic cavity suitable for lipid transport is constricted by a unique and functionally important ion-lock likely involved in proton coupling. Combining mutational analyses and MD simulations, we propose that TAGs are extracted from the core of the inner membrane into the central cavity via lateral clefts present in the inward-facing conformation. The periplasmic helix extensions are crucial for lifting TAGs away from the membrane plane and channeling them into the lipid binding pocket of LprG.

Proton-coupled oligopeptide transporters (POTs) are of great pharmaceutical interest owing to their promiscuous substrate binding site that has been linked to improved oral bioavailability of several classes of drugs. Members of the POT family are conserved across all phylogenetic kingdoms and function by coupling peptide uptake to the proton electrochemical gradient. Cryo-EM structures and alphafold models have recently provided new insights into different conformational states of two mammalian POTs, SLC15A1, and SLC15A2. Nevertheless, these studies leave open important questions regarding the mechanism of proton and substrate coupling, while simultaneously providing a unique opportunity to investigate these processes using molecular dynamics (MD) simulations. Here, we employ extensive unbiased and enhanced-sampling MD to map out the full SLC15A2 conformational cycle and its thermodynamic driving forces. By computing conformational free energy landscapes in different protonation states and in the absence or presence of peptide substrate, we identify a likely sequence of intermediate protonation steps that drive inward-directed alternating access. These simulations identify key differences in the extracellular gate between mammalian and bacterial POTs, which we validate experimentally in cell-based transport assays. Our results from constant-PH MD and absolute binding free energy (ABFE) calculations also establish a mechanistic link between proton binding and peptide recognition, revealing key details underpining secondary active transport in POTs. This study provides a vital step forward in understanding proton-coupled peptide and drug transport in mammals and pave the way to integrate knowledge of solute carrier structural biology with enhanced drug design to target tissue and organ bioavailability.

Proton-coupled oligopeptide transporters (POTs) are of great pharmaceutical interest owing to their promiscuous substrate binding site that has been linked to improved oral bioavailability of several classes of drugs. Members of the POT family are conserved across all phylogenetic kingdoms and function by coupling peptide uptake to the proton electrochemical gradient. Cryo-EM structures and alphafold models have recently provided new insights into different conformational states of two mammalian POTs, SLC15A1 and SLC15A2. Nevertheless, these studies leave open important questions regarding the mechanism of proton and substrate coupling, while simultaneously providing a unique opportunity to investigate these processes using molecular dynamics (MD) simulations. Here, we employ extensive unbiased and enhanced-sampling MD to map out the full SLC15A2 conformational cycle and its thermodynamic driving forces. By computing conformational free energy landscapes in different protonation states and in the absence or presence of peptide substrate, we identify a likely sequence of intermediate protonation steps that drive inward-directed alternating access. These simulations identify key differences in the extracellular gate between mammalian and bacterial POTs, which we validate experimentally in cell-based transport assays. Our results from constant-PH MD and absolute binding free energy (ABFE) calculations also establish a mechanistic link between proton binding and peptide recognition, revealing key details underpining secondary active transport in POTs. This study provides a vital step forward in understanding proton-coupled peptide and drug transport in mammals and pave the way to integrate knowledge of solute carrier structural biology with enhanced drug design to target tissue and organ bioavailability.

Solute carriers (SLC) are integral membrane proteins responsible for transporting a wide variety of metabolites, signaling molecules and drugs across cellular membranes. Despite key roles in metabolism, signaling and pharmacology, around one third of SLC proteins are orphans whose substrates are unknown. Experimental determination of SLC substrates is technically challenging given the wide range of possible physiological candidates. Here, we develop a predictive algorithm to identify correlations between SLC expression levels and intracellular metabolite concentrations by leveraging existing cancer multi-omics datasets. Our predictions recovered known SLC-substrate pairs with high sensitivity and specificity compared to simulated random pairs. CRISPR loss-of-function screen data and metabolic pathway adjacency data further improved the performance of our algorithm. In parallel, we combined drug sensitivity data with SLC expression profiles to predict new SLC-drug interactions. Together, we provide a novel bioinformatic pipeline to predict new substrate predictions for SLCs, offering new opportunities to de-orphanise SLCs with important implications for understanding their roles in health and disease.

THIK-1 (KCNK13) is a halothane-inhibited and anionic lipid-activated Two-Pore Domain (K2P) K+ channel implicated in microglial activation and neuroinflammation, and a current target for the treatment of neurodegenerative disorders such as Alzheimer's and Amyothropic Lateral Sclerosis (ALS). However, compared to other K2P channels, little is known about the structural and functional properties of THIK-1. Here we present a 3.16 Angstrom resolution cryoEM structure of human THIK-1 that reveals several unique features, in particular, a tyrosine in M4 (Y273) which contributes to a lower 'Y-gate' that opens upon activation by several physiologically-relevant signalling pathways. We further demonstrate that binding of linoleic acid within a modulatory pocket adjacent to the filter also activates THIK-1, and that halothane inhibition involves a binding site within the inner cavity resulting in changes to the Y-gate. Finally, the extracellular cap domain contains positively-charged residues that line the ion exit pathway and which contribute to the unique biophysical properties of this channel. Overall, our results provide important insights into the structural basis of THIK1 function and identify distinct regulatory sites that expand its potential as a drug target for the modulation of microglial function.

Abstract TASK-1 and TASK-3 are pH-sensitive Two-Pore Domain (K2P/ KCNK ) K + channels. Their functional roles make them promising targets for the treatment of multiple disorders including sleep apnea, pain and atrial fibrillation. Rare genetic mutations in these channels are also associated with neurodevelopmental and hypertensive disorders. A recent crystal structure of TASK-1 revealed a lower ‘X-gate’ that is a hotspot for missense gain-of-function mutations associated with DDSA (Developmental Delay with Sleep Apnea). However, the structural basis for gating in TASK channels and how they sense extracellular pH to regulate gating have not been fully elucidated. Here, we resolve structures for both the human TASK-1 and TASK-3 channels by cryoEM, as well as for a recurrent TASK-3 variant (G236R) associated with KCNK9 Imprinting Syndrome (formerly referred to as Birk-Barel Syndrome). Combined with functional studies of the X-gating mechanism, these structures not only provide evidence for how a highly-conserved gating mechanism becomes defective in disease, but also provide further insight into the pathway of conformational changes that underlie the pH-dependent inhibition of TASK channel activity.

Abstract The endoplasmic reticulum (ER) is the main site of protein synthesis in eukaryotic cells and requires a high concentration of luminal chaperones to function. During protein synthesis, ER luminal chaperones are swept along the secretory pathway and must be retrieved to maintain cell viability. ER protein retrieval is achieved by the KDEL receptor, which recognises a C-terminal Lys-Asp-Glu-Leu (KDEL) sequence. Recognition of ER proteins by the KDEL receptor is pH dependent, with binding occurring under acidic conditions in the Golgi and release under conditions of higher pH in the ER. Recent crystal structures of the KDEL receptor in the apo and peptide bound state suggested that peptide binding drives the formation of a short-hydrogen bond that locks the KDEL sequence in the receptor and activates the receptor for COPI binding in the cytoplasm. Using quantum mechanical calculations we demonstrate that the strength of this short hydrogen bond is reinforced following protonation of a nearby histidine, linking receptor protonation to high affinity peptide binding. Protonation also controls the wetting of a cavity adjacent to the peptide binding site, leading to a conformational change that ultimately allows the complex to be recognized by the COPI system.

ABSTRACT The KDEL-retrieval pathway captures escaped ER proteins with a KDEL or variant C-terminal signal at acidic pH in the Golgi and releases them at neutral pH in the ER. To address the mechanism of signal binding and the molecular basis for differences in signal affinity, we determined the HDEL and RDEL bound structures of the KDEL-receptor. Affinity differences are explained by interactions between the variable −4 position of the signal and W120, whereas initial capture of retrieval signals by their carboxyl-terminus is mediated by a baton-relay mechanism involving a series of conserved arginine residues in the receptor. This explains how the signal is first captured and then pulled into the binding cavity. During capture, retrieval signals undergo a selective proofreading step involving two gatekeeper residues D50 and E117 in the receptor. These mechanisms operate upstream of the pH-dependent closure of the receptor and explain the selectivity of the KDEL-retrieval pathway.

Potassium channels of the Two-Pore Domain (K2P) subfamily, KCNK1-KCNK18, play crucial roles in controlling the electrical activity of many different cell types and represent attractive therapeutic targets. However, the identification of highly selective small molecule drugs against these channels has been challenging due to the high degree of structural and functional conservation that exists not only between K2P channels, but across the whole K+ channel superfamily. To address the issue of selectivity, we generated camelid antibody fragments (nanobodies) against the TREK-2 (KCNK10) K2P K+ channel and identified selective binders including several that directly modulate channel activity. Crystal structures of these nanobodies in complex with TREK-2 also reveal insights into their mechanisms of activation and inhibition via binding to the extracellular loops and Cap domain, as well as their suitability for immunodetection. These tools therefore provide important insights into TREK channel gating and a more selective approach to the modulation of K2P channel activity via their extracellular domains.