Building with DNA One route for assembling three-dimensional (3D) DNA nanostructures is to start with a long natural DNA single strand and attach short strands, or “staples,” that cause the entire “origami” structure to fold into a desired shape. Ke et al. (p. 1177 , see the cover; see the Perspective by Gothelf ) present an alternative approach to 3D assembly that builds upon modular assembly of 2D DNA tiles. One hundred and two distinct shapes were created from four-domain, 32-nucleotide single-stranded DNAs that assembled like children's blocks; each block could bind to four neighboring blocks through specific pairing interactions. Computer design and stepwise assembly allowed assembly of hollow shapes with a variety of internal cavities.

Complex, self-assembling, two-dimensional nanostructures can be built of single-stranded DNA tiles by a method that allows individual control of more than one thousand distinct components. Programmed DNA self-assembly is widely used to create nanometre-sized structures. Modular strategies promise simplicity and versatility, yet cannot easily assemble large numbers of small strands into prescribed and complex shapes. Peng Yin and colleagues overcome this problem by designing a molecular canvas: a rectangle assembled from single-stranded tiles each consisting of a short and unique 42-base DNA strand that folds into a 3-nanometre-by-7-nanometre tile and attaches to 4 neighbouring tiles. A desired shape, drawn on the canvas, is produced by simply mixing those strands that correspond to pixels covered by the target shape, and excluding 'off'-pixel strands. With a master strand collection for a 310-pixel canvas, the team then creates more than 100 distinct and complex two-dimensional shapes that establish the method as a simple, modular and robust framework for assembling short synthetic DNA strands into complex DNA nanostructures. Programmed self-assembly of strands of nucleic acid has proved highly effective for creating a wide range of structures with desired shapes1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25. A particularly successful implementation is DNA origami, in which a long scaffold strand is folded by hundreds of short auxiliary strands into a complex shape9,14,15,16,18,19,20,21,25. Modular strategies are in principle simpler and more versatile and have been used to assemble DNA2,3,4,5,8,10,11,12,13,17,23 or RNA7,22 tiles into periodic3,4,7,22 and algorithmic5 two-dimensional lattices, extended ribbons10,12 and tubes4,12,13, three-dimensional crystals17, polyhedra11 and simple finite two-dimensional shapes7,8. But creating finite yet complex shapes from a large number of uniquely addressable tiles remains challenging. Here we solve this problem with the simplest tile form, a ‘single-stranded tile’ (SST) that consists of a 42-base strand of DNA composed entirely of concatenated sticky ends and that binds to four local neighbours during self-assembly12. Although ribbons and tubes with controlled circumferences12 have been created using the SST approach, we extend it to assemble complex two-dimensional shapes and tubes from hundreds (in some cases more than one thousand) distinct tiles. Our main design feature is a self-assembled rectangle that serves as a molecular canvas, with each of its constituent SST strands—folded into a 3 nm-by-7 nm tile and attached to four neighbouring tiles—acting as a pixel. A desired shape, drawn on the canvas, is then produced by one-pot annealing of all those strands that correspond to pixels covered by the target shape; the remaining strands are excluded. We implement the strategy with a master strand collection that corresponds to a 310-pixel canvas, and then use appropriate strand subsets to construct 107 distinct and complex two-dimensional shapes, thereby establishing SST assembly as a simple, modular and robust framework for constructing nanostructures with prescribed shapes from short synthetic DNA strands.

Efforts to construct synthetic networks in living cells have been hindered by the limited number of regulatory components that provide wide dynamic range and low crosstalk. Here, we report a class of de-novo-designed prokaryotic riboregulators called toehold switches that activate gene expression in response to cognate RNAs with arbitrary sequences. Toehold switches provide a high level of orthogonality and can be forward engineered to provide average dynamic range above 400. We show that switches can be integrated into the genome to regulate endogenous genes and use them as sensors that respond to endogenous RNAs. We exploit the orthogonality of toehold switches to regulate 12 genes independently and to construct a genetic circuit that evaluates 4-input AND logic. Toehold switches, with their wide dynamic range, orthogonality, and programmability, represent a versatile and powerful platform for regulation of translation, offering diverse applications in molecular biology, synthetic biology, and biotechnology.

Summary

 Synthetic gene networks have wide-ranging uses in reprogramming and rewiring organisms. To date, there has not been a way to harness the vast potential of these networks beyond the constraints of a laboratory or in vivo environment. Here, we present an in vitro paper-based platform that provides an alternate, versatile venue for synthetic biologists to operate and a much-needed medium for the safe deployment of engineered gene circuits beyond the lab. Commercially available cell-free systems are freeze dried onto paper, enabling the inexpensive, sterile, and abiotic distribution of synthetic-biology-based technologies for the clinic, global health, industry, research, and education. For field use, we create circuits with colorimetric outputs for detection by eye and fabricate a low-cost, electronic optical interface. We demonstrate this technology with small-molecule and RNA actuation of genetic switches, rapid prototyping of complex gene circuits, and programmable in vitro diagnostics, including glucose sensors and strain-specific Ebola virus sensors.

Synthesizing molecular tubes with monodisperse, programmable circumferences is an important goal shared by nanotechnology, materials science, and supermolecular chemistry. We program molecular tube circumferences by specifying the complementarity relationships between modular domains in a 42-base single-stranded DNA motif. Single-step annealing results in the self-assembly of long tubes displaying monodisperse circumferences of 4, 5, 6, 7, 8, 10, or 20 DNA helices.

Yin Yang 1 (YY1) is a transcription factor that plays an essential role in development. However, the full spectrum of YY1's functions and mechanism of action remains unclear. We find that YY1 ablation results in p53 accumulation due to a reduction of p53 ubiquitination in vivo. Conversely, YY1 overexpression stimulates p53 ubiquitination and degradation. Significantly, recombinant YY1 is sufficient to induce Hdm2-mediated p53 polyubiquitination in vitro, suggesting that this function of YY1 is independent of its transcriptional activity. We identify direct physical interactions of YY1 with Hdm2 and p53 and show that the basis for YY1-regulating p53 ubiquitination is its ability to facilitate Hdm2-p53 interaction. Importantly, the tumor suppressor p14ARF compromises the Hdm2-YY1 interaction, which is important for YY1 regulation of p53. Taken together, these findings identify YY1 as a potential cofactor for Hdm2 in the regulation of p53 homeostasis and suggest a possible role for YY1 in tumorigenesis.

The specific hybridization of complementary sequences is an essential property of nucleic acids, enabling diverse biological and biotechnological reactions and functions. However, the specificity of nucleic acid hybridization is compromised for long strands, except near the melting temperature. Here, we analytically derived the thermodynamic properties of a hybridization probe that would enable near-optimal single-base discrimination and perform robustly across diverse temperature, salt and concentration conditions. We rationally designed ‘toehold exchange’ probes that approximate these properties, and comprehensively tested them against five different DNA targets and 55 spurious analogues with energetically representative single-base changes (replacements, deletions and insertions). These probes produced discrimination factors between 3 and 100+ (median, 26). Without retuning, our probes function robustly from 10 °C to 37 °C, from 1 mM Mg2+ to 47 mM Mg2+, and with nucleic acid concentrations from 1 nM to 5 µM. Experiments with RNA also showed effective single-base change discrimination. High-fidelity pairing of nucleic acid polymers is important in the development of sensors and for the application of DNA nanotechnology. Here, a set of hybridization probes is described that discriminates single-base changes with high specificity. The probes function robustly across many different temperatures, salinities and nucleic acid concentrations.

Counting molecules in complexes is challenging, even with super-resolution microscopy. Here, we use the programmable and specific binding of dye-labeled DNA probes to count integer numbers of targets. This method, called quantitative points accumulation in nanoscale topography (qPAINT), works independently of dye photophysics for robust counting with high precision and accuracy over a wide dynamic range. qPAINT was benchmarked on DNA nanostructures and demonstrated for cellular applications by quantifying proteins in situ and the number of single-molecule FISH probes bound to an mRNA target.

Spatial mapping of proteins in tissues is hindered by limitations in multiplexing, sensitivity and throughput. Here we report immunostaining with signal amplification by exchange reaction (Immuno-SABER), which achieves highly multiplexed signal amplification via DNA-barcoded antibodies and orthogonal DNA concatemers generated by primer exchange reaction (PER). SABER offers independently programmable signal amplification without in situ enzymatic reactions, and intrinsic scalability to rapidly amplify and visualize a large number of targets when combined with fast exchange cycles of fluorescent imager strands. We demonstrate 5- to 180-fold signal amplification in diverse samples (cultured cells, cryosections, formalin-fixed paraffin-embedded sections and whole-mount tissues), as well as simultaneous signal amplification for ten different proteins using standard equipment and workflows. We also combined SABER with expansion microscopy to enable rapid, multiplexed super-resolution tissue imaging. Immuno-SABER presents an effective and accessible platform for multiplexed and amplified imaging of proteins with high sensitivity and throughput. A DNA-based amplification scheme enables highly multiplexed immunofluorescence imaging