Abstract The quest for understanding of numerous vital membrane-associated cellular processes, such as signalling, has largely focussed on the spatiotemporal orchestration and reorganisation of the identified key proteins, including their binding and aggregation. Despite strong indications of the involvement of membrane lipid heterogeneities, historically often termed lipid rafts, their roles in many processes remain controversial and mechanisms elusive. Taking activation of T lymphocytes as an example, we here investigate membrane properties around the key proteins – in particular the T cell receptor (TCR), its main kinase Lck, and phosphatase CD45. We determine their partitioning and co-localisation in passive cell-derived model membranes (i.e. giant plasma-membrane vesicles, GPMVs), and explore their mobility and local lipid order in live Jurkat T cells using fluorescence correlation spectroscopy and spectral imaging with polarity-sensitive membrane probes. We find that upon aggregation and partial immobilisation, the TCR changes its preference towards more ordered lipid environments, which can in turn passively recruit Lck. We observe similar aggregation-induced local membrane ordering and recruitment of Lck also by CD45, as well as by a membrane protein of antigen-presenting cells, CD86, which is not supposed to interact with Lck directly. This highlights the involvement of lipid-mediated interactions and suggests that the cellular membrane is poised to modulate the frequency of protein encounters according to their aggregation state and alterations of their mobility, e.g. upon ligand binding.

Abstract Probing the diffusion of molecules has become a routine measurement across the life sciences, chemistry and physics. It provides valuable insights into reaction dynamics, oligomerisation, molecular (re-)organisation or cellular heterogeneities. Fluorescence correlation spectroscopy (FCS) is one of the widely applied techniques to determine diffusion dynamics in two and three dimensions. This technique relies on the temporal autocorrelation of intensity fluctuations but recording these fluctuations has thus far been limited by the detection electronics, which could not efficiently and accurately time-tag photons at high count rates. This has until now restricted the range of measurable dye concentrations, as well as the data quality of the FCS recordings, especially in combination with super-resolution stimulated emission depletion (STED) nanoscopy. Here, we investigate the applicability and reliability of (STED-)FCS at high photon count rates (average intensities of up to 40 MHz) using novel detection equipment, namely hybrid detectors and real-time gigahertz sampling of the photon streams implemented on a commercial microscope. By measuring the diffusion of fluorophores in solution and cytoplasm of live cells, as well as in model and cellular membranes, we show that accurate diffusion and concentration measurements are possible in these previously inaccessible high photon count regimes. Specifically, it offers much greater flexibility of experiments with biological samples with highly variable intensity, e.g. due to a wide range of expression levels of fluorescent proteins. In this context, we highlight the independence of diffusion properties of cytosolic GFP in a concentration range of approx. 0.01–1 μM. We further show that higher photon count rates also allow for much shorter acquisition times, and improved data quality. Finally, this approach also pronouncedly increases the robustness of challenging live cell STED-FCS measurements of nanoscale diffusion dynamics, which we testify by confirming a free diffusion pattern for a fluorescent lipid analogue on the apical membrane of adherent cells.

Abstract The sensitivity of the αβ T-cell receptor (TCR) is enhanced by the coreceptors CD4 and CD8αβ, which are expressed primarily by cells of the helper and cytotoxic T-cell lineages, respectively. The coreceptors bind to major histocompatibility complex (MHC) molecules and associate intracellularly with the Src-family kinase Lck, which catalyzes TCR phosphorylation during receptor triggering. Although coreceptor-kinase occupancy was initially believed to be high, a recent study suggested that most coreceptors exist in an Lck-free state, and that this low occupancy helps to effect TCR antigen discrimination. Here, using the same method, we found instead that the CD4-Lck interaction was stoichiometric (~100%) and that the CD8αβ-Lck interaction was also substantial (~60%). We confirmed our findings in live cells using fluorescence cross-correlation spectroscopy (FCCS) to measure coreceptor-Lck co-diffusion in situ . After introducing structurally guided mutations into the intracellular domain of CD4, we used FCCS to show that stoichiometric Lck coupling required an amphipathic α-helix present in CD4 but not CD8α. In double-positive cells expressing equal numbers of both coreceptors, but limiting amounts of kinase, CD4 out-competed CD8αβ for Lck. In T cells, TCR signaling induced CD4-Lck oligomerization but did not affect the high levels of CD4-Lck occupancy. These findings help settle the question of kinase occupancy and suggest that the binding advantages that CD4 has over CD8 could be important when Lck levels are limiting. Significance statement CD4 and CD8αβ are archetypal coreceptor proteins that potently enhance T-cell antigen sensitivity but how they function is still debated. A fundamental question that remains incompletely resolved is: what fractions of the coreceptors bind the signal-initiating kinase, Lck? Using in vitro assays and non-invasive fluorescence fluctuation spectroscopy in live cells, we show that most coreceptors are occupied by Lck at the surface of live cells. The structural basis for important differences in the kinase occupancy of CD4 and CD8αβ is also identified. These results provide important context for refining current models of both TCR antigen recognition and cell fate decisions made during thymopoiesis.

Fluorescent biosensors revolutionized biomedical science by enabling the direct measurement of signaling activities in living cells, yet the current technology is limited in resolution and dimensionality. Here, we introduce highly sensitive chemigenetic kinase activity biosensors that combine the genetically encodable self-labeling protein tag HaloTag7 with bright far-red-emitting synthetic fluorophores. This technology enables five-color biosensor multiplexing, 4D activity imaging, and functional super-resolution imaging via stimulated emission depletion (STED) microscopy.

Summary Advanced fluorescence microscopy studies require specific and monovalent molecular labelling with bright and photostable fluorophores. This necessity led to the widespread use of fluorescently labelled nanobodies against commonly employed fluorescent proteins. However, very little is known how these nanobodies influence their target molecules. Here, we observed clear changes of the fluorescence properties, mobility and organisation of green fluorescent protein (GFP) tagged proteins after labelling with an anti-GFP nanobody. Intriguingly, we did not observe any co-diffusion of fluorescently-labelled nanobodies with the GFP-labelled proteins. Our results suggest significant binding of the nanobodies to a non-emissive, oligomerized form of the fluorescent proteins, promoting disassembly into more monomeric forms after binding. Our findings show that great care must be taken when using nanobodies for studying dynamic and quantitative protein organisation.

The diffusion dynamics in the cellular plasma membrane provides crucial insights into the molecular interactions, organization and bioactivity. Fluorescence correlation spectroscopy combined with super-resolution stimulated emission depletion nanoscopy (STED-FCS) measures such dynamics with high spatial and temporal resolution and reveals nanoscale diffusion characteristics by measuring the molecular diffusion in conventional confocal mode and super-resolved STED mode sequentially. However, to directly link the spatial and the temporal information, a method that simultaneously measures the diffusion in confocal and STED modes is needed. Here, to overcome this problem, we establish an advanced STED-FCS measurement method; line interleaved excitation scanning STED-FCS (LIESS-FCS) which discloses the molecular diffusion modes at different spatial positions with a single measurement. It relies on fast beam-scanning along a line with alternating laser illumination that yields, for each pixel, the apparent diffusion coefficients for two different observation spot sizes (conventional confocal and super-resolved STED). We demonstrate the potential of the LIESS-FCS approach with simulations and experiments on lipid diffusion in model and live cell plasma membranes. We also apply LIESS-FCS to investigate the spatio-temporal organization of GPI-anchored proteins in the plasma membrane of live cells which interestingly show multiple diffusion modes at different spatial positions.

SUMMARY Distal Visceral Endoderm (DVE) cells show a stereotypic unidirectional migration essential for correct orientation of the anterior-posterior axis. They migrate within a simple epithelium, the Visceral Endoderm (VE). It is unknown how DVE cells negotiate their way amongst the surrounding VE cells, what determines the bounds of DVE migration within the VE, and the relative contributions of different cell behaviours to this migration. To address these questions, we used lightsheet microscopy to generate a multi-embryo, singlecell resolution, longitudinal dataset of cell behaviour and morphology. We developed a machine learning based pipeline to segment cells and a data-informed systematic computational framework to extract and compare select morphological, behavioural and molecular parameters of all VE cells in a unified coordinate space. Unbiased clustering of this single-cell ‘phenomic’ dataset reveals considerable patterned phenotypic heterogeneity within the VE and a previously unknown sub-grouping within the DVE. While migrating, DVE cells retain regular morphology, do not exchange neighbours and are crowded, all hallmarks of the jammed state. In contrast, VE cells immediately ahead of them deform and undergo neighbour exchange. We show that DVE cells are characterised by higher levels of apical F-actin and elevated tension relative to the VE cells immediately ahead of them through which they migrate, but stop migrating upon reaching a region of the VE with matching elevated tension. Lefty1 mutants, known to show abnormal over-migration of DVE cells, show disruption to this patterned tension in the VE. Our findings provide novel insights into the control of cell behaviour during the remodelling of curved epithelia, indicating that the collective migration of sub-sets of cells can be circumscribed by modulating the mechanical properties of surrounding cells and that migrating cells in this context remain as a jammed solid flock, with surrounding cells facilitating their movement by becoming unjammed. Graphical Abstract

Scanning Fluorescence Correlation Spectroscopy (scanning FCS) is a variant of conventional point FCS that allows molecular diffusion at multiple locations to be measured simultaneously. It enables disclosure of potential spatial heterogeneity in molecular diffusion dynamics and also the acquisition of a large amount of FCS data at the same time, providing large statistical accuracy. Here, we optimize the processing and analysis of these large-scale acquired sets of FCS data. On one hand we present FoCuS-scan, scanning FCS software that provides an end-to-end solution for processing and analysing scanning data acquired on commercial turnkey confocal systems. On the other hand, we provide a thorough characterisation of large-scale scanning FCS data over its intended time-scales and applications and propose a unique solution for the bias and variance observed when studying slowly diffusing species. Our manuscript enables researchers to straightforwardly utilise scanning FCS as a powerful technique for measuring diffusion across a broad range of physiologically relevant length scales without specialised hardware or expensive software.

Diffusion and interaction dynamics of molecules at the plasma membrane play an important role in cellular signalling. These have been suggested to be strongly associated with the actin cytoskeleton. Here, we utilise super-resolution STED microscopy combined with fluorescence correlation spectroscopy (STED-FCS) to access the sub-diffraction diffusion regime of different fluorescent lipid analogues and GPI-anchored proteins (GPI-APs) in the cellular plasma membrane, and compare it to the diffusion regime of these molecules in cell-derived actin-free giant plasma membrane vesicles (GPMVs). We show that phospholipids and sphingomyelin, which undergo hindered diffusion in the live cell membrane, diffuse freely in the GPMVs. In contrast to sphingomyelin, which is transiently trapped on molecular-scale complexes in intact cells, diffusion of the ganglioside lipid GM1 suggests transient incorporation into nanodomains, which is less influenced by the actin cortex. Finally, our data on GPI-APs indicate two molecular pools in living cells, one pool showing high mobility with trapped and compartmentalized diffusion, and the other forming immobile clusters both of which disappear in GPMVs. Our data underlines the crucial role of the actin cortex in maintaining hindered diffusion modes of most but not all membrane molecules.

Cholesterol constitutes approximately 30-40% of the mammalian plasma membrane - a larger fraction than any other single component. It is a major player in numerous signalling processes as well as molecular membrane architecture. However, our knowledge on dynamics of cholesterol in the plasma membrane is limited which restricts our understanding of the mechanisms regulating its involvement in cell signalling. Here, advanced fluorescence imaging and spectroscopy approaches were applied on in vitro (model membranes) and in vivo (live cells and embryos) membranes to systematically study the nanoscale dynamics of cholesterol in biological membranes. The results show that cholesterol diffuses faster than phospholipids in live membranes, but not in model membranes. The data indicate that diffusion of cholesterol and phospholipids is not correlated with membrane domain partitioning. Instead, our data show that the fast diffusion of cholesterol is due to its nanoscale interactions and localization in the membrane.