Abstract Cellular diversity in multicellular organisms is often generated via asymmetric divisions. In the fly, for example, neural stem cells divide asymmetrically to generate a large self-renewing stem cell and a smaller sibling that differentiates. Efforts to understand how these different cell fates are generated have focused on the asymmetric segregation of cortically-localised transcription factors at division, which preferentially enter single daughter cell nuclei to change their fate. However, we find that the nuclear compartment in these cells remains intact throughout mitosis and is asymmetrically inherited, giving rise to sibling nuclei that differ profoundly in size, envelope composition and fate markers. These data reveal the importance of considering nuclear remodelling during stem cell divisions, and show how daughter cell fates depend on the coordination of the asymmetric inheritance of cortical fate markers with asymmetric nuclear division.

Abstract Reversible protein phosphorylation by kinases in extensively used to control a plethora of processes essential for proper development and homeostasis of multicellular organisms. One main obstacle in studying the role of a defined kinase-substrate interaction is that kinases form complex signaling networks and most often phosphorylate multiple substrates involved in various cellular processes. In recent years, several new approaches have been developed to control the activity of a given kinase. However, most of them fail to regulate a single protein target, likely hiding the effect of a unique kinase-substrate by pleiotropic effects. To overcome this limitation, we have created protein binder-based engineered kinases for direct, robust and tissue-specific phosphorylation of target fluorescent protein fusions in vivo . We show that synthetic Rok kinases, based on the Drosophila ortholog of Rho-associated protein kinase (ROCK), are functional enzymes and can activate myosin II through phosphorylation of Sqh::GFP or Sqh::mCherry in different morphogenetic processes in a developing fly embryo. We next use the system to study the impact of actomyosin activation specifically in the developing tracheal branches and showed that ectopic activation of actomyosin with engineered Rok kinase did not prevent cell intercalation nor the formation of autocellular junctions. We assume that this approach can be adapted to other kinases and targets in various eukaryotic genetic systems.

Live-cell imaging has revolutionized our understanding of dynamic cellular processes in bacteria and eukaryotes. While similar techniques have recently been applied to the study of halophilic archaea, our ability to explore the cell biology of thermophilic archaea is limited, due to the technical challenges of imaging at high temperatures. Here, we report the construction of the Sulfoscope, a heated chamber that enables live-cell imaging on an inverted fluorescent microscope. Using this system combined with thermostable fluorescent probes, we were able to image Sulfolobus cells as they divide, revealing a tight coupling between changes in DNA compaction, segregation and cytokinesis. By imaging deletion mutants, we observe important differences in the function of the two ESCRTIII proteins recently implicated in cytokinesis. The loss of CdvB1 compromises cell division, causing occasional division failures and fusion of the two daughter cells, whereas the deletion of cdvB2 leads to a profound loss of division symmetry, generating daughter cells that vary widely in size and eventually generating ghost cells. These data indicate that DNA separation and cytokinesis are coordinated in Sulfolobus, as is the case in eukaryotes, and that two contractile ESCRTIII polymers perform distinct roles to ensure that Sulfolobus cells undergo a robust and symmetrical division. Taken together, the Sulfoscope has shown to provide a controlled high temperature environment, in which cell biology of Sulfolobus can be studied in unprecedent details.

Abstract Hybrid cells derived through fertilization or somatic cell fusion recognize and separate chromosomes of different origin. The underlying mechanisms are unknown but could prevent aneuploidy and tumor formation. Here, we acutely induce fusion between Drosophila neural stem cells (neuroblasts; Nbs) and differentiating ganglion mother cells (GMCs) in vivo to define how epigenetically distinct chromatin is recognized and segregated. We find that Nb-GMC hybrid cells align both endogenous (neuroblast-origin) and ectopic (GMC-origin) chromosomes at the metaphase plate through centrosome derived dual-spindles. Mixing of endogenous and ectopic chromatin is prevented through an asymmetric, microtubule-dependent chromatin capture mechanism during interphase and physical boundaries imposed by nuclear envelopes. Although hybrid cells fail to accurately segregate ectopic chromatin, hybrid cells neither reduce the lifespan nor form visible tumors in host flies. We propose that Nb-GMC derived hybrid cells utilize asymmetric centrosome activity in interphase and nuclear envelopes to physically separate epigenetically distinct chromatin.

Abstract Tissue maintenance is underpinned by resident stem cells whose activity is modulated by microenvironmental cues. Using Drosophila as a simple model to identify regulators of stem cell behaviour and survival in vivo , we have identified novel connections between the conserved transmembrane proteoglycan Syndecan, nuclear properties and stem cell function. In the Drosophila midgut, Syndecan depletion in intestinal stem cells results in their loss from the tissue, impairing tissue renewal. At the cellular level, Syndecan depletion alters cell and nuclear shape, and causes nuclear lamina invaginations and DNA damage. In a second tissue, the developing Drosophila brain, live imaging revealed that Syndecan depletion in neural stem cells results in nuclear envelope remodelling defects which arise upon cell division. Our findings reveal a new role for Syndecan in the maintenance of nuclear properties in diverse stem cell types. Graphical Abstract

Abstract While the Formin-nucleated actomyosin cortex has been shown to drive the changes in cell shape that accompany cell division in both symmetric and asymmetric cell divisions, it is not clear whether or not Arp2/3-nucleated branched actin filament networks also play a role. In order to look for mitotic roles of the Arp2/3 complex, here we use Drosophila neural stem cells as a model system. These cells are unusual in that they divide asymmetrically to produce a large and small daughter cell with different fates. Our analysis identifies a pool of Arp2/3-dependent actin-based membrane protrusions that form at the apical cortex of these cells as they enter mitosis. Strikingly, at metaphase, these protrusions co-localise with components of the SCAR complex. By perturbing Arp2/3 complex activity we show that this apical pool of actin likely functions to limit the accumulation of apical Myosin in metaphase. Following the onset of anaphase, the loss of these SCAR and Arp2/3 dependent structures then leads to a delay in the clearance of apical Myosin and to cortical instability at cytokinesis. These data point to a role for a polarised branched actin filament network in fine tuning the apical actomyosin cortex to enable the precise control of cell shape during asymmetric cell division.