Abstract Lsr2 is involved in maintaining chromosome structure in asymmetrically dividing mycobacteria and is essential in the tubercle bacillus ( M. tuberculosis ) during infection. Here, we report that a lack of Lsr2 profoundly impacts the mycobacterial cell morphology and the properties of the cell envelope resulting in the formation of smooth, short and antibiotics sensitive cells. Lsr2 forms large and dynamic nucleoprotein complexes in vivo and deletion of lsr2 gene exerts a profound effect on the replication time and replisome dynamics. We suggest that the Lsr2 nucleoprotein complexes may contribute to maintaining the proper organization of the newly synthesized DNA. Moreover, we demonstrate that the N-terminal oligomerization domain of Lsr2 is indispensable for the formation of nucleoprotein complexes in vivo . Collectively, our results indicate that Lsr2 exerts a pleiotropic effect on cellular processes and appears to be an attractive target for the development of a novel antitubercular drugs.

Abstract Most eukaryotic and bacterial cells divide by binary fission, where one mother cell produces two progeny cells, or, rarely, by non-binary fission. All bacteria studied to date use only one of these two reproduction modes. Here, we demonstrate for the first time that the predatory bacterium Bdellovibrio bacteriovorus reproduces through both binary and non-binary fission. Switching between the two modes correlates with the prey size. In relatively small host cells, B. bacteriovorus undergoes binary fission; the FtsZ ring assembles in the midcell and the mother cell splits into two daughter cells. In larger host cells, B. bacteriovorus switches to non-binary fission and creates multiple FtsZ rings to produce three or more daughter cells. Completion of bacterial cell cycle critically depends on precise spatiotemporal coordination of chromosome replication and segregation with other cell-cycle events, including cell division. Our studies reveal that B. bacteriovorus always initiates chromosome replication at the invasive pole of the cell, but the spatiotemporal choreography of subsequent steps depends on the fission mode and/or the number of progeny cells. In non-binary dividing filaments producing five or more progeny cells, the last round(s) of replication may also be initiated at the noninvasive pole. Finally, we show that binary-dividing B. bacteriovorus needs to extensively rebuild the flagellated pole of the mother cell to turn it into the invasive pole of a daughter cell. Altogether, we find that B. bacteriovorus reproduces through bimodal fission and that extracellular factors, such as the host size, can shape replication choreography, providing new insights about bacterial life cycles.

Bdellovibrio bacteriovorus is a small Gram-negative, an obligate predatory bacterium that is largely found in wet, aerobic environments (i.e. soil). This bacterium attacks and invades other Gram-negative bacteria, including animal and plant pathogens. The intriguing life cycle of B. bacteriovorus consists of two phases: a free-living non-replicative attack phase wherein the predatory bacterium searches for its prey, and a reproductive phase, in which B. bacteriovorus degrades a host's macromolecules and reuses them for its own growth and chromosome replication. Although the cell biology of this predatory bacterium has gained considerable interest in recent years, we know almost nothing about the dynamics of chromosome replication in B. bacteriovorus. Here, we performed a real-time investigation into the subcellular localization of the replisome(s) in single cells of B. bacteriovorus. Our results confirm that in B. bacteriovorus chromosome replication fires only during the reproductive phase, and show for the first time that this predatory bacterium exhibits a novel spatiotemporal arrangement of chromosome replication. The replication process starts at the invasive pole of the predatory bacterium inside the prey cell and proceeds until several copies of the chromosome have been completely synthesized. This chromosome replication is not coincident with the predator-cell division, and it terminates shortly before synchronous predator-filament septation occurs. In addition, we demonstrate that if this lifecycle fails in some cells of B. bacteriovorus, they can instead use two prey cells sequentially to complete their life cycle.

Spreading resistance to antibiotics and the emergence of multidrug-resistant strains have become frequent in many bacterial species, including mycobacteria. The genus Mycobacterium encompasses both human and animal pathogens that cause severe diseases and have profound impacts on global health and the world economy. Here, we used a novel system of microfluidics, fluorescence microscopy and target-tagged fluorescent reporter strains of M. smegmatis to perform real-time monitoring of replisome and chromosome dynamics following the addition of replication- altering drugs (novobiocin, nalidixic acid and griselimycin) at the single-cell level. We found that novobiocin stalled replication forks and caused relaxation of the nucleoid, nalidixic acid triggered rapid replisome collapse and compaction of the nucleoid, and griselimycin caused replisome instability with subsequent over-initiation of chromosome replication and over-relaxation of the nucleoid. This work is an example of using a microscopy-based approach to evaluate the activity of potential replication inhibitors and provides mechanistic insights into their modes of action. Our system also enabled us to observe how the tested antibiotics affected the physiology of mycobacterial cells (i.e., growth, chromosome segregation, etc.). Because proteins involved in the DNA replication are well conserved among bacteria (including mycobacterial species), the properties of various replication inhibitors observed here in fast-growing M. smegmatis may be easily extrapolated to slow-growing pathogenic tubercle bacilli, such as M. tuberculosis.

Abstract In a spore-forming bacterium Bacillus subtilis transcription and translation are uncoupled and the translational machinery is located at the cell poles. During sporulation the cell undergoes morphological changes including asymmetric septation and chromosome translocation. However, the fate of translational machinery during sporulation has not been described. Here, using a combination of microscopic assays and mass spectrometry, we are tracking the ribosome localisation during sporulation in B. subtilis WT and mutants. We show that the ribosomes are associated with the asymmetric septum which is a functionally important organelle and that peptidoglycan rearrangement is essential for ribosome packing into the forespore. We also show that the feeding tube channel SpoIIIA-SpoIIQ is not required for the ribosome translocation, but is essential for maintaining the chromosome inside the spore. One-Sentence Summary Movement of ribosomes into the spore of B. subtilis follows chromosome transport and is precisely orchestrated in the cell.

Abstract Brasilicardin A, BraA, is a secondary metabolite produced by the bacterium Nocardia terpenica , and a promising drug due to its potent immunosuppressive activity and low cytotoxicity. Currently, a semisynthetic approach confers production of a complete compound but suffers from insufficient heterologous biosynthesis of BraA intermediates used in the chemical semi-synthesis steps leading to only lab scale quantities of the compound. A better understanding of the involved gene expression regulatory pathways within the brasilicardin biosynthetic gene cluster, Bra-BGC, is a prerequisite to further improve production titers. However, the transcriptional regulation of the Bra-BGC has only been superficially analyzed, till now. In this study, we comprehensively analyze the functions of several unstudied transcriptional regulators, KstR, SdpR and OmpR, encoded within the close vicinity of the Bra-BGC, and delve into the role of the previously described cluster-situated activator Bra12. We present, that Bra12 and the novel regulator SdpR, bind several DNA sequences located in the promoter regions of the genes essential for BraA biosynthesis. Subsequently, we demonstrate the complex regulatory network through which both regulators are capable of controlling activity of those gene promoters and thus gene expression in Bra-BGC. Furthermore, using the heterologous producer strain Amycolatopsis japonicum , we present, that Bra12 and SdpR regulators play opposite roles in brasilicardin congener biosynthesis. Finally, we propose a comprehensive model of multilevel gene expression regulation in Bra-BGC and propose the roles of locally encoded transcriptional regulators.