ABSTRACT Despite the constant advances in fluorescence imaging techniques, monitoring endogenous proteins still constitutes a major challenge in particular when considering dynamics studies or super-resolution imaging. We have recently evolved specific protein-based binders for PSD-95, the main postsynaptic scaffold proteins at excitatory synapses. Since the synthetic binders recognize epitopes not directly involved in the target protein activity, we consider them here as tools to develop endogenous PSD-95 imaging probes. After confirming their lack of impact on PSD-95 function, we validated their use as intrabody fluorescent probes. We further engineered the probes and demonstrated their usefulness in different super-resolution imaging modalities (STED, PALM and DNA-PAINT) in both live and fixed neurons. Finally, we exploited the binders to enrich at the synapse genetically encoded calcium reporters. Overall, we demonstrate that these evolved binders constitute a robust and efficient platform to selectively target and monitor endogenous PSD-95 using various fluorescence imaging techniques.

Abstract Expansion microscopy (ExM) has revolutionized biological imaging by physically enlarging samples, surpassing the light diffraction limit and enabling nanoscale visualization using standard microscopes. While extensively employed across a wide range of biological samples, its application to plant tissues is sparse. In this work, we present ROOT-ExM, an expansion method suited for stiff and intricate multicellular plant tissues, focusing on the primary root of Arabidopsis thaliana. ROOT-ExM achieves isotropic expansion with a fourfold increase in resolution, enabling super-resolution microscopy comparable to STimulated Emission Depletion (STED) microscopy. Labelling is achieved through immunolocalization, compartment-specific dyes, and native fluorescence preservation, while N-Hydroxysuccinimide (NHS) ester-dye conjugates reveal the ultrastructural context of cells alongside specific labelling. We successfully applied ROOT-ExM to image various cellular structures, including the Golgi apparatus, the endoplasmic reticulum, the cytoskeleton, and wall-embedded structures such as plasmodesmata. When combined with lattice light sheet microscopy (LLSM), ROOT-ExM achieves 3D quantitative analysis of nanoscale cellular process, revealing increased vesicular fusion in close proximity of the cell plate during cell division. Achieving super-resolution fluorescence imaging in plant biology remains a formidable challenge. Our findings underscore that ROOT-ExM provides a remarkable, cost-effective solution to this challenge, paving the way for unprecedented insights into plant cellular subcellular architecture. One sentence summary ROOT-ExM achieves super-resolution expansion microscopy in plants

Summary Endoplasmic Reticulum (ER)-to-Golgi trafficking is a central process of the secretory system of eukaryotic cells that ensures proper spatiotemporal sorting of proteins and lipids 1–5 . However, the nature of the ER-Golgi Intermediate Compartments (ERGIC) and the molecular mechanisms mediating the transition between the ERGIC and the Golgi, as well as the universality of these processes amongst Eukaryotes, remain undiscovered. Here, we took advantage of the plant cell system in which the Golgi is highly dynamic and in close vicinity to the ER 6–9 . We discovered that the ERGIC is composed from at least two distinct subpopulations of cis -Golgi. A subpopulation is a reticulated tubulo-vesicular network mostly independent from the Golgi, highly dynamic at the ER-Golgi interface and crossed by ER-induced release of luminal cargos at early stage. Another subpopulation is more stable, cisterna-like and mostly associated to the Golgi. Our results identified that the generation and dynamics of the ER-Golgi intermediate tubulo-vesicular network is regulated by the acyl-chain length of sphingolipids as well as the contacts it establishes with existing Golgi cisternae. Our study is a major twist in the understanding of the Golgi by identifying that the ERGIC in plants is a Golgi-independent highly dynamic tubular network from which arise more stable cisternae-like Golgi structures. This novel model presents a mechanism for early secretory trafficking adapted to respond to developmental and environmental stimuli, including susceptibility or resistance to diseases, autophagy or cell-reprograming.

Clustered protocadherins (Pcdhs) are a large family of ~60 cadherin-like proteins (divided into the subclasses α, β and γ) that compose a surface barcode in individual neurons. The code is generated through combinatorial expression via epigenetic regulation at a large gene cluster that encodes the molecules. During early neural development, Pcdhs were shown to mediate dendrite self-recognition and avoidance in some neuronal types through a still uncharacterized anti-adhesive mechanism. Pcdhs have also been postulated to participate in synaptogenesis and the specificity of connectivity. Some synaptic defects were noted in knockout animals including synaptic number and physiology but the role of these molecules in synaptic development is not understood. We have shown previously that Pcdh-γs are highly enriched in intracellular compartments located in dendrites and spines with less frequent localization at the synaptic membrane. We compared synapses that expressed endogenous Pcdh-γs versus those that did not for parameters of synaptic maturation including pre- and postsynaptic punctum size, postsynaptic perforations and spine morphology in mature cultured hippocampal neurons. We also performed serial section immuno-electron microscopy in intact hippocampal CA1 and measured synaptic size and perforation status of Pcdh-γ positive and negative synapses. At both the light and ultrastructural levels, synapses immunopositive for Pcdh-γs were found to be larger in diameter with more frequent perforations. Analysis of spines in cultured neurons revealed that mushroom spines were more frequently immunopositive for Pcdh-γs at their tips than thin spines. Taken together, these results suggest that Pcdh-γ function at the synapse may be related to synaptic maturation and stabilization.

SUMMARY Regulation of synaptic neurotransmitter receptor content is a fundamental mechanism for tuning synaptic efficacy during experience-dependent plasticity and behavioral adaptation. However, experimental approaches to track and modify receptor movements in integrated experimental systems are limited. Exploiting AMPA-type glutamate receptors (AMPAR) as a model, we generated a knock-in mouse expressing the biotin acceptor peptide (AP) tag on the GluA2 extracellular N-terminus. Cell-specific introduction of biotin ligase allows the use of monovalent or tetravalent avidin variants to respectively monitor or manipulate the surface mobility of endogenous AMPAR containing biotinylated AP-GluA2 in neuronal subsets. AMPAR immobilization precluded the expression of long-term potentiation and formation of contextual fear memory, allowing for target-specific control of the expression of synaptic plasticity and animal behavior. The AP tag knock-in model offers unprecedented access to resolve and control the spatiotemporal dynamics of endogenous receptors, and opens new avenues to study the molecular mechanisms of synaptic plasticity and learning.