Abstract Cardiovascular disease is one of the most significant causes of death globally, especially in regions where unhealthy diets are prevalent and dietary fibre intake is low. 1,2 Fibre, particularly prebiotic types that feed gut microbes, is essential for maintaining healthy gut microbial ecosystems. 3 One assumption has been that cardiovascular health relates directly to lifestyle choices in adult life. Here, we show in mice that some of these benefits operate from the prenatal stage and relate to the diet and gut microbiome of the mother. Intake of fibre during pregnancy shaped the mothers’ gut microbiome, which had a lasting founding effect on the offspring’s microbial composition and function. Maternal fibre intake during pregnancy significantly changed the cardiac cellular and molecular landscape in the offspring, protecting them against the development of cardiac hypertrophy, remodelling, and inflammation. These suggest a role for foetal exposure to maternal-derived gut microbial metabolites, which are known to cross the placenta and drive epigenetic changes. Maternal fibre intake led to foetal epigenetic reprogramming of the atrial natriuretic peptide gene ( Nppa ), protective against heart failure. These results underscore the importance of dietary intake and the gut microbiome of the mother during pregnancy for cardiovascular disease in the offspring.

ABSTRACT Diastolic dysfunction is increasingly identified as a key, early onset subclinical condition characterizing cardiopathologies of rising prevalence, including diabetic heart disease and heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF). Diastolic dysfunction characterization has important prognostic value in management of disease outcomes. Validated tools for in vivo monitoring of diastolic function in rodent models of diabetes are required for progress in pre-clinical cardiology studies. 2D speckle tracking echocardiography has emerged as a powerful tool for evaluating cardiac wall deformation throughout the cardiac cycle. The aim of this study was to examine the applicability of 2D speckle tracking echocardiography for comprehensive global and regional assessment of diastolic function in a pre-clinical murine model of cardio-metabolic disease. Type 2 diabetes (T2D) was induced in C57Bl/6 male mice using a high fat high sugar dietary intervention for 20 weeks. Significant impairment in left ventricle peak diastolic strain rate was evident in longitudinal, radial and circumferential planes in T2D mice. Peak diastolic velocity was similarly impaired in the longitudinal and radial planes. Regional analysis of longitudinal peak diastolic strain rate revealed that the anterior free left ventricular wall is particularly susceptible to T2D-induced diastolic dysfunction. These findings provide a significant advance on characterization of diastolic dysfunction in a pre-clinical mouse model of cardiopathology and offer a comprehensive suite of benchmark values for future pre-clinical cardiology studies.

The electrophysiological properties of the hearts of women and men are different. These differences are at least partly mediated by the actions of circulating estrogens and androgens on the cardiomyocytes. Experimentally, much of our understanding in this field is based on studies focusing on ventricular tissue, with considerably less known in the context of atrial electrophysiology. The aim of this investigation was to compare the electrophysiological properties of male and female atria and assess responses to acute sex steroid exposure. Age-matched adult male and female C57BL/6 mice were anesthetized (4 % isoflurane) and left atria isolated. Atria were loaded with Di-4-ANEPPS voltage sensitive dye and optical mapping performed to assess action potential duration (APD; at 10 %, 20 %, 30 %, 50 %, and 70 % repolarization) and conduction velocity in the presence of 1 nM and 100 nM 17β-estradiol or testosterone. Male and female left atria demonstrated similar baseline action potential duration and conduction velocity, with significantly greater APD

ABSTRACT Cardiometabolic syndromes including diabetes and obesity are associated with occurrence of heart failure with diastolic dysfunction. There are no specific treatments for diastolic dysfunction and therapies to manage symptoms have limited efficacy. Understanding of the cardiomyocyte origins of diastolic dysfunction is an important priority to identify new therapeutics. The investigative goal was to experimentally define in vitro stiffness (stress/strain) properties of isolated cardiomyocytes derived from rodent hearts exhibiting diastolic dysfunction in vivo in response to dietary induction of cardiometabolic disease. Mice fed a High Fat/Sugar Diet (HFSD vs control) for at least 25 weeks exhibited glucose intolerance, obesity and diastolic dysfunction (echo E/e’). Intact paced cardiomyocytes were functionally investigated in three conditions: non-loaded, loaded and stretched. Mean stiffness of HFSD cardiomyocytes was 70% higher than control. The E/e’ doppler ratio for the origin hearts was elevated by 35%. A significant relationship was identified between in vitro cardiomyocyte stiffness and in vivo dysfunction severity. With conversion from non-loaded to loaded condition, the decrement in maximal sarcomere lengthening rate was more accentuated in HFSD cardiomyocytes (vs control). With stretch, the Ca 2+ transient decay time course was prolonged. With transition from 2-4Hz pacing, HFSD cardiomyocyte stiffness was further increased, yet diastolic Ca 2+ rise was 50% less than control. Collectively, these findings demonstrate that a component of cardiac diastolic dysfunction in cardiometabolic disease is derived from intrinsic cardiomyocyte mechanical abnormality. Differential responses to load, stretch and pacing suggest that a previously undescribed alteration in myofilament-Ca 2+ interaction contributes to cardiomyocyte stiffness in cardiometabolic disease. KEY POINTS Understanding cardiomyocyte stiffness components is an important priority for identifying new therapeutics for diastolic dysfunction, a key feature of cardiometabolic disease. In this study cardiac function was measured in vivo (echocardiography) for mice fed a high-fat/sugar diet (HFSD, ≥25weeks) and performance of intact isolated cardiomyocytes derived from the same hearts was measured during pacing under non-loaded, loaded and stretched conditions in vitro . Using a calibrated cardiomyocyte stretch protocol, stiffness (stress/strain) was elevated in HFSD cardiomyocytes in vitro and correlated with diastolic dysfunction (E/e’) in vivo . The HFSD cardiomyocyte Ca 2+ transient decay was prolonged in response to stretch, and stiffness was accentuated in response to pacing increase while the rise in diastolic Ca 2+ was attenuated. These findings suggest that stretch-dependent augmentation of the myofilament-Ca 2+ response during diastole partially underlies elevated cardiomyocyte stiffness and diastolic dysfunction of hearts of animals with cardiometabolic disease.

Protein phosphatase 2A (PP2A) enzymes containing the regulatory subunit isoform B55α (PP2A-B55α) suppress HDAC5/MEF2 signalling in cardiac myocytes, implicating B55α in the transcriptional regulation of cardiac growth and fibrosis. The role of B55α in the heart has not been investigated. In this study, we generated and characterised two loss-of-function mouse models, with global or cardiomyocyte-specific disruption of the gene encoding B55α (Ppp2r2a). Mice with global homozygous knockout of B55α died in utero , but cardiac morphology was unremarkable compared with wildtype littermates. Mice with global heterozygous knockout of B55α had thinner left ventricular walls compared with wildtype mice at 12 months of age, an effect that was more pronounced in males. Mice with cardiomyocyte-specific deletion of B55α displayed normal cardiac morphology at 10-12 weeks of age, demonstrating that cardiomyocyte B55α is not required for postnatal heart growth. Despite no obvious morphological differences, gene expression analyses revealed extensive remodelling of the cardiac transcriptome in male, but not female, mice. In males, B55α knockout increased the expression of genes associated with extracellular matrix composition, and downregulated genes associated with mitochondrial energy production. This study reveals a sexually dimorphic role for B55α in postnatal cardiac transcriptional regulation and provides a foundation for future work investigating the role of B55α in cardiac stress settings.

Glycogen-autophagy ('glycophagy') is a selective autophagy process involved in delivering glycogen to the lysosome for bulk degradation. Glycophagy protein intermediaries include STBD1 as a glycogen tagging receptor, delivering the glycogen cargo into the forming phagosome by partnering with the Atg8 homolog, GABARAPL1. Glycophagy is emerging as a key process of energy metabolism and development of reliable tools for assessment of glycophagy activity is an important priority. Here we show that antibodies raised against the N-terminus of the GABARAPL1 protein (but not the full-length protein) detected a specific endogenous GABARAPL1 immunoblot band at 18kDa. A stable GFP-GABARAPL1 cardiac cell line was used to quantify GABARAPL1 lysosomal flux via measurement of GFP puncta in response to lysosomal inhibition with bafilomycin. Endogenous glycophagy flux was quantified in primary rat ventricular myocytes by the extent of glycogen accumulation with bafilomycin combined with chloroquine treatment (no effect observed with bafilomycin or chloroquine alone). In wild-type isolated mouse hearts, bafilomycin alone and bafilomycin combined with chloroquine (but not chloroquine alone) elicited a significant increase in glycogen content signifying basal glycophagy flux. Collectively, these methodologies provide a comprehensive toolbox for tracking cardiac glycophagy activity to advance research into the role of glycophagy in health and disease.

Abstract Cardiometabolic syndromes including diabetes and obesity are associated with occurrence of heart failure with diastolic dysfunction. There are no specific treatments for diastolic dysfunction, and therapies to manage symptoms have limited efficacy. Understanding of the cardiomyocyte origins of diastolic dysfunction is an important priority to identify new therapeutics. The investigative goal was to experimentally define in vitro stiffness properties of isolated cardiomyocytes derived from rodent hearts exhibiting diastolic dysfunction in vivo in response to dietary induction of cardiometabolic disease. Male mice fed a high fat/sugar diet (HFSD vs . control) exhibited diastolic dysfunction (echo E / e ′ Doppler ratio). Intact paced cardiomyocytes were functionally investigated in three conditions: non‐loaded, loaded and stretched. Mean stiffness of HFSD cardiomyocytes was 70% higher than control. E / e ′ for the HFSD hearts was elevated by 35%. A significant relationship was identified between in vitro cardiomyocyte stiffness and in vivo dysfunction severity. With conversion from the non‐loaded to loaded condition, the decrement in maximal sarcomere lengthening rate was more accentuated in HFSD cardiomyocytes ( vs . control). With stretch, the Ca 2+ transient decay time course was prolonged. With increased pacing, cardiomyocyte stiffness was elevated, yet diastolic Ca 2+ elevation was attenuated. Our findings show unequivocally that cardiomyocyte mechanical dysfunction cannot be detected by analysis of non‐loaded shortening. Collectively, these findings demonstrate that a component of cardiac diastolic dysfunction in cardiometabolic disease is derived from cardiomyocyte stiffness. Differential responses to load, stretch and pacing suggest that a previously undescribed alteration in myofilament–Ca 2+ interaction contributes to intrinsic cardiomyocyte stiffness in cardiometabolic disease. image Key points Understanding cardiomyocyte stiffness components is an important priority for identifying new therapeutics for diastolic dysfunction, a key feature of cardiometabolic disease. In this study cardiac function was measured in vivo (echocardiography) for mice fed a high‐fat/sugar diet (HFSD, ≥25 weeks). Performance of intact isolated cardiomyocytes derived from the same hearts was measured during pacing under non‐loaded, loaded and stretched conditions in vitro . Calibrated cardiomyocyte stretches demonstrated that stiffness (stress/strain) was elevated in HFSD cardiomyocytes in vitro and correlated with diastolic dysfunction ( E / e ′) in vivo . HFSD cardiomyocyte Ca 2+ transient decay was prolonged in response to stretch. Stiffness was accentuated with pacing increase while the elevation in diastolic Ca 2+ was attenuated. Data show unequivocally that cardiomyocyte mechanical dysfunction cannot be detected by analysis of non‐loaded shortening. These findings suggest that stretch‐dependent augmentation of the myofilament–Ca 2+ response during diastole partially underlies elevated cardiomyocyte stiffness and diastolic dysfunction of hearts of animals with cardiometabolic disease.