Abstract Birnaviruses form a distinct class of double-stranded RNA (dsRNA) viruses characterized by the absence of a transcription-competent inner core particle. The early endosomes (EE) of cells infected with the infectious bursal disease virus (IBDV) - a prototypical birnavirus and an important avian pathogen - constitute a platform for viral replication. Here, we study the mechanism of birnaviral hijacking of EE membranes for this process. We demonstrate that the viral protein 3 (VP3) specifically binds to phosphatidylinositol-3-phosphate (PI3P) present in EE membranes. We identify the domain of VP3 involved in PI3P-binding and its role in viral replication. Finally, our molecular simulations results unveil a two-stage modular mechanism for VP3 association with EE. Firstly, the carboxy-terminal region of VP3 adsorbs to the membrane via non-specific electrostatic interactions. Then, in the second stage, the VP3 core seals the membrane engagement by specifically binding PI3P through its P2 domain, additionally promoting PI3P accumulation. Significance Statement Birnaviruses are different from the rest of the dsRNA viruses. They contain an RNA-dependent RNA polymerase (RdRp) with a unique motif arrangement in the palm subdomain, their viral particles lack the inner protein layer protecting the dsRNA, and the viral capsid protein VP2 presents a jelly-roll topology characteristic of +sRNA viruses. Here, we provide evidence that birnaviruses replicate in association with cellular membranes. Since the remodeling of the host’s membranes is a characteristic shared by all +sRNA viruses, our results highlight parallels in the replication strategy of these “ non-canonical ” dsRNA viruses and +sRNA viruses.

The first step of SARS-CoV-2 infection involves the interaction between the trimeric viral spike protein (𝑆) and the host angiotensin-converting enzyme 2 (𝐴𝐶𝐸2). The receptor binding domain (𝑅𝐵𝐷) of 𝑆 adopts two conformations: open and closed, respectively, accessible and inaccessible to 𝐴𝐶𝐸2. Therefore, 𝑅𝐵𝐷 motions are suspected to affect 𝐴𝐶𝐸2 binding; yet a quantitative description of the underlying mechanism has been elusive. Here, using single-molecule approaches, we visualize 𝑅𝐵𝐷 opening and closing and probe the 𝑆/𝐴𝐶𝐸2 interaction. Our results show that RBD dynamics affect 𝐴𝐶𝐸2 binding but not unbinding. The resulting modulation is quantitatively predicted by a conformational selection model in which each protomer behaves independently. Our work reveals a general molecular mechanism affecting binding affinity without altering binding strength, helping to understand coronavirus infection and immune evasion.

We present a sequence-structure based method characterizing a set of functionally related proteins exhibiting low sequence identity and loose structural conservation. Given a (small) set of structures, our method consists of three main steps. First, pairwise structural alignments are combined with multi-scale geometric analysis to produce structural motifs i.e. regions structurally more conserved than the whole structures. Second, the sub-sequences of the motifs are used to build profile hidden Markov models (HMM) biased towards the structurally conserved regions. Third, these HMM are used to retrieve from UniProtKB proteins harboring signatures compatible with the function studied, in a bootstrap fashion. We apply these hybrid HMM to investigate two questions related to class II fusion proteins, an especially challenging class since known structures exhibit low sequence identity (less than 15%) and loose structural similarity (of the order of 15Å in lRMSD ). In a first step, we compare the performances of our hybrid HMM against those of sequence based HMM. Using various learning sets, we show that both classes of HMM retrieve unique species. The number of unique species reported by both classes of methods are comparable, stressing the novelty brought by our hybrid models. In a second step, we use our models to identify 17 plausible HAP2-GSC1 candidate sequences in 10 different drosophila melanogaster species. These models are not identified by the PFAM family HAP2-GCS1 (PF10699), stressing the ability of our structural motifs to capture signals more subtle than whole Pfam domains. In a more general setting, our method should be of interest for all cases functional families with low sequence identity and loose structural conservation. Our software tools are available from the FunChaT package of the Structural Bioinformatics Library (http://sbl.inria.fr).

Abstract Hantaviruses are high-priority emerging pathogens carried by rodents and transmitted to humans by aerosolized excreta or, in rare cases, person-to-person contact. While sporadic in North and South America, many infections occur in Europe and Asia, with mortality ranging from 1 to 40% depending on the hantavirus species. There are currently no FDA-approved vaccines or therapeutics for hantaviruses, and the only treatment for infection is supportive care for respiratory or kidney failure. Additionally, the humoral immune response to hantavirus infection is incompletely understood, especially the location of major antigenic sites on the viral glycoproteins and conserved neutralizing epitopes. Here, we report antigenic mapping and functional characterization for four neutralizing hantavirus antibodies. The broadly neutralizing antibody SNV-53 targets an interface between Gn/Gc, neutralizes through fusion inhibition and cross-protects against the Old World hantavirus species Hantaan virus when administered pre- or post-exposure. Another broad antibody, SNV-24, also neutralizes through fusion inhibition but targets domain I of Gc and demonstrates weak neutralizing activity across hantavirus species. ANDV-specific, neutralizing antibodies (ANDV-5 and ANDV-34) neutralize through attachment blocking and protect against hantavirus cardiopulmonary syndrome (HCPS) in animals but target two different antigenic faces on the head domain of Gn. Determining the antigenic sites for neutralizing antibodies will contribute to further therapeutic development for hantavirus-related diseases and inform the design of new broadly protective hantavirus vaccines.