Immune cells such as natural killer (NK) cells migrate with high speeds of several µm/min through dense tissue, but the traction forces are unknown. We present a method to measure dynamic traction forces of fast migrating cells in non-linear biopolymer matrices. The method accounts for the mechanical non-linearity of the 3D tissue matrix and can be applied to time series of confocal or bright-field image stacks. The method is highly sensitive over a large range of forces and object sizes, from ∼1 nN for axon growth cones up to ∼10 µN for mouse intestinal organoids. We find that NK cells display bursts of large traction forces that increase with matrix stiffness and facilitate migration through tight constrictions.

Abstract We describe a technique for simultaneous quantification of the contractile forces and cytosolic calcium dynamics of muscle fibers embedded in three-dimensional biopolymer gels. We derive a scaling law for linear elastic matrices such as basement membrane extract hydrogels (Matrigel) that allows us to measure contractile force from the shape of the relaxed and contracted muscle cell and the Young’s modulus of the matrix, without further knowledge of the matrix deformations surrounding the cell and without performing computationally intensive inverse force reconstruction algorithms. We apply our method to isolated mouse flexor digitorum brevis (FDB) fibers that are embedded in 10 mg/ml Matrigel. Upon electrical stimulation, individual FDB fibers show twitch forces of 0.37 µN ± 0.15 µN and tetanic forces (100 Hz stimulation frequency) of 2.38 µN ± 0.71 µN, corresponding to a tension of 0.44 kPa ± 0.25 kPa and 2.53 kPa ± 1.17 kPa, respectively. Contractile forces of FDB fibers increase in response to caffeine and the troponin-calcium-stabilizer Tirasemtiv, similar to responses measured in whole muscle. From simultaneous high-speed measurements of cell length changes and cytosolic calcium concentration using confocal line scanning at a frequency of 2048 Hz, we show that twitch and tetanic force responses to electric pulses follow the low-pass filtered calcium signal. In summary, we present a technically simple high speed and high throughput method for measuring contractile forces and cytosolic calcium dynamics of single muscle fibers. We expect that our method will help to reduce preparation time, costs, and the number of sacrificed animals needed for experiments such as drug testing. Statement of significance We describe a high speed, high throughput method for the simultaneous measurement of contractile force and cytoplasmic calcium dynamics following electrical pulse stimulation of muscle fibers embedded in a 3-dimensional biopolymer matrix. In contrast to the classical approach of attaching muscle fibers to a force-transducer, our method allows for a highly efficient, parallel analysis of large numbers of fibers under different treatment conditions.

We describe a method for quantifying the contractile forces that tumor spheroids collectively exert on highly nonlinear three-dimensional collagen networks. While three-dimensional traction force microscopy for single cells in a nonlinear matrix is computationally complex due to the variable cell shape, here we exploit the spherical symmetry of tumor spheroids to derive a scale-invariant relationship between spheroid contractility and the surrounding matrix deformations. This relationship allows us to directly translate the magnitude of matrix deformations to the total contractility of arbitrarily sized spheroids. We show that collective forces of tumor spheroids reflect the contractility of individual cells for up to 1h after seeding, while collective forces on longer time-scales are guided by mechanical feedback from the extracellular matrix.

To reach targets outside the bloodstream, immune cells can extravasate and migrate through connective tissue. During tissue infiltration, immune cells migrate in an amoeboid fashion, characterized by weak matrix adhesions and low traction forces, that allows them to achieve high migration speeds of up to 10 μm/min. How immune cells reconcile amoeboid migration with the need to overcome steric hindrance in dense matrices is currently not understood. Here we show that when confronted with steric hindrance, immune cells can switch from their default amoeboid migration mode to a highly contractile, mesenchymal-like migration mode. We use time-lapse confocal reflection microscopy to obtain simultaneous measurements of migration speed, directional persistence, and cell contractility in 3D biopolymer networks. We find that NK92 (natural killer) cells are highly mechanoresponsive and exert substantial acto-myosin driven, integrin-mediated contractile forces of up to 100 nN on the extracellular matrix during short contractile phases. This burst-like contractile behavior is also found in primary B, T, NK cells, neutrophils, and monocytes, and is specifically used by the cells to avoid getting stuck in narrow pores of the surrounding matrix. Our results demonstrate that steric hindrance guides the rapid regulation of integrin-mediated adhesion to the ECM in a large number of immune cell subtypes.

Abstract The mechanical interplay between contractility and mechanosensing in striated muscles is of fundamental importance for tissue morphogenesis, load adaptation, and disease progression, but remains poorly understood. In this study, we investigate the dependence of contractile force generation of cardiac and skeletal muscle on environmental stiffness. Using in vitro engineered muscle micro-tissues that are attached to flexible elastic pillars, we vary the stiffness of the microenvironment over three orders of magnitude and study its effect on contractility. We find that the active contractile force upon electrical stimulation of both cardiac and skeletal micro-tissues increases with environmental stiffness according to a strong power-law relationship. To explore the role of adhesion-mediated mechanotransduction processes, we deplete the focal adhesion protein β-parvin in skeletal micro-tissues. This reduces the absolute contractile force but leaves the mechanoresponsiveness unaffected. Our findings highlight the influence of external stiffness on the adaptive behavior of muscle tissue and shed light on the complex mechanoadaptation processes in striated muscle.

Cells cultured in 3D fibrous biopolymer matrices exert traction forces on their environment that induce deformations and remodeling of the fiber network. By measuring these deformations, the traction forces can be reconstructed if the mechanical properties of the matrix and the force-free matrix configuration are known. These requirements severely limit the applicability of traction force reconstruction in practice. In this study, we test whether force-induced matrix remodeling can instead be used as a proxy for cellular traction forces. We measure the traction forces of hepatic stellate cells and different glioblastoma cell lines and quantify matrix remodeling by measuring the fiber orientation and fiber density around these cells. In agreement with simulated fiber networks, we demonstrate that changes in local fiber orientation and density are directly related to cell forces. By resolving Rho-kinase (ROCK) Inhibitor-induced changes of traction forces and fiber alignment and density in hepatic stellate cells, we show that the method is suitable for drug screening assays. We conclude that differences in local fiber orientation and density, which are easily measurable, can be used as a qualitative proxy for changes in traction forces. The method is available as an open-source Python package with a graphical user interface.