The large clinical overlap between DiGeorge syndrome and velo-cardio-facial syndrome suggests an aetiological connection. DiGeorge syndrome is associated with microdeletions of chromosome 22q11 and is therefore likely to be caused by reduced dosage of genes within this region. We present preliminary data that velocardiofacial syndrome patients have similar chromosome deletions, a finding consistent with the hypothesis that these disorders represent part of a spectrum of abnormalities seen with monosomy for 22q11.

SUMMARY DNA methylation is implicated in neuronal biology via the protein MeCP2, mutation of which causes Rett syndrome. MeCP2 recruits the NCOR1/2 corepressor complexes to methylated cytosine in the CG dinucleotide, but also to non-CG methylation, which is abundant specifically in neuronal genomes. To test the biological significance of its dual binding specificity, we replaced the MeCP2 DNA binding domain with an orthologous domain whose specificity is restricted to mCG motifs. Knock-in mice expressing the domain-swap protein displayed severe Rett syndrome-like phenotypes, demonstrating that interaction with sites of non-CG methylation, specifically the mCAC trinucleotide, is critical for normal brain function. The results support the notion that the delayed onset of Rett syndrome is due to the late accumulation of both mCAC and its reader MeCP2. Intriguingly, genes dysregulated in both Mecp2 -null and domain-swap mice are implicated in other neurological disorders, potentially highlighting targets of particular relevance to the Rett syndrome phenotype.

Abstract The 3D architecture of the genome governs its maintenance, expression and transmission. The conserved ring-shaped cohesin complex organises the genome by topologically linking distant loci on either a single DNA molecule or, after DNA replication, on separate sister chromatids to provide the cohesion that resists the pulling forces of spindle microtubules during mitosis 1,2 . Cohesin is highly enriched in specialized chromosomal domains surrounding centromeres, called pericentromeres 3-7 . However, the structural organisation of pericentromeres and implications for chromosome segregation are unknown. Here we report the 3D structure of budding yeast pericentromeres and establish the relationship between genome organisation and function. We find that convergent genes mark pericentromere borders and, together with core centromeres, define their structure and function by positioning cohesin. Centromeres load cohesin and convergent genes at pericentromere borders trap it. Each side of the pericentromere is organised into a looped conformation, with border convergent genes at the base. Microtubule attachment extends a single pericentromere loop, size-limited by convergent genes at its borders. Re-orienting genes at borders into a tandem configuration repositions cohesin, enlarges the pericentromere and impairs chromosome biorientation in mitosis. Thus, the linear arrangement of transcriptional units together with targeted cohesin loading at centromeres shapes pericentromeres into a structure competent for chromosome segregation during mitosis. Our results reveal the architecture of the chromosomal region within which kinetochores are embedded and the re-structuring caused by microtubule attachment. Furthermore, we establish a direct, causal relationship between 3D genome organization of a specific chromosomal domain and cellular function.

Abstract The Chromosomal Passenger Complex (CPC; consisting of Borealin, Survivin, INCENP and Aurora B kinase) and Shugoshin 1 (Sgo1) are key regulators of chromosome bi-orientation, a process essential for error-free chromosome segregation. Their functions rely on their ability to associate with centromeres. Two histone phosphorylations, histone H3 Thr3 (H3T3ph; directly recognised by Survivin) and histone H2A Thr120 (H2AT120ph; indirectly recognised via Sgo1), together with CPC’s intrinsic ability to bind nucleosome, facilitate CPC centromere recruitment. The molecular basis for CPC-Sgo1 binding and how their direct interaction influences CPC centromere localisation and function are lacking. Here, using an integrative structure-function approach, we show that the histone H3-like Sgo1 N-terminal tail interacts with Survivin acting as a hot-spot for CPC-Sgo1 assembly, while downstream Sgo1 residues, mainly with Borealin contributes for high affinity interaction. Disruption of the Sgo1 N-terminal tail-Survivin interaction abolished CPC-Sgo1 assembly in vitro and perturbed centromere localisation and function of CPC. Our findings provide evidence that CPC binding to Sgo1 and histone H3 N-terminal tail are mutually exclusive, suggesting that these interactions will likely take place in a spatially/temporally restricted manner and provide a rationale for the Sgo1-mediated ‘kinetochore proximal centromere’ pool of CPC.

Abstract Accurate chromosome segregation requires the attachment of spindle microtubules to centromeres, which are epigenetically defined by the enrichment of CENP-A nucleosomes. During DNA replication, existing CENP-A nucleosomes undergo dilution as they get redistributed among the two DNA strands. To preserve centromere identity, CENP-A levels must be restored in a cell-cycle controlled manner orchestrated by the Mis18 complex. Here we provide a comprehensive mechanistic basis for PLK1-mediated licensing of CENP-A loading. We demonstrate that PLK1 interacts with Mis18α and Mis18BP1 subunits of the Mis18 complex by recognising self-primed phosphorylations of Mis18α (S54) and Mis18BP1 (T78 and S93) through its Polo-box binding domain. Disrupting these PLK1 phosphorylations perturbed the centromere recruitment of HJURP and new CENP-A loading. Biochemical and functional analyses show that phosphorylation of Mis18α and subsequent PLK1 binding is required to activate the Mis18α/β complex for robust Mis18α/β-HJURP interaction. Thus, our study reveals key molecular events underpinning the licensing role of PLK1 in ensuring accurate centromere inheritance. One-Sentence Summary PLK1 phosphorylation cascade licenses CENP-A loading by facilitating HJURP centromere recruitment via Mis18α/β activation.

Abstract STING and cGAS initiate innate immune responses (IIR) by recognizing cytoplasmic pathogen dsDNA and activating signaling cascades from the ER; however, another less investigated pool of STING resides in the nuclear envelope. We find that STING in the inner nuclear membrane increases mobility and changes localization upon IIR activation both from dsDNA and poly(I:C) stimuli. We next identified nuclear partners of STING from isolated nuclear envelopes. These include several known nuclear membrane proteins, bromodomain and epigenetic enzymes, and RNA- or DNA-binding proteins. Strikingly, 17 of these DNA and RNA-binding STING partners are known to bind direct partners of the IRF3/7 transcription factors that are central drivers of IIR. We find that several of these STING partners —SYNCRIP, Men1, Ddx5, snRNP70, RPS27a, Aatf— can contribute to IIR activation and SYNCRIP can moreover protect against influenza A virus infection. These data suggest that the many roles identified for STING likely reflect its interactions with multiple RNA and DNA-binding proteins that also function in IIR.

Summary The establishment of centromere-specific CENP-A chromatin is influenced by epigenetic and genetic processes. Central domain sequences from fission yeast centromeres are preferred substrates for CENP-A Cnp1 incorporation, but their use is context dependent, requiring adjacent heterochromatin. CENP-A Cnp1 overexpression bypasses heterochromatin dependency, suggesting heterochromatin ensures exposure to conditions or locations permissive for CENP-A Cnp1 assembly. Centromeres cluster around spindle-pole bodies (SPBs). We show that heterochromatin-bearing minichromosomes localize close to SPBs, consistent with this location promoting CENP-A Cnp1 incorporation. We demonstrate that heterochromatin-independent de novo CENP-A Cnp1 chromatin assembly occurs when central domain DNA is placed near, but not far from, endogenous centromeres or neocentromeres. Moreover, direct tethering of central domain DNA at SPBs permits CENP-A Cnp1 assembly, suggesting that the nuclear compartment surrounding SPBs is permissive for CENP-A Cnp1 incorporation because target sequences are exposed to high levels of CENP-A Cnp1 and associated assembly factors. Thus, nuclear spatial organization is a key epigenetic factor that influences centromere identity.

Accurate chromosome segregation requires the attachment of microtubules to centromeres, epigenetically defined by the enrichment of CENP-A nucleosomes. During DNA replication, CENP-A nucleosomes undergo dilution. To preserve centromere identity, correct amounts of CENP-A must be restored in a cell cycle–controlled manner orchestrated by the Mis18 complex (Mis18α-Mis18β-Mis18BP1). We demonstrate here that PLK1 interacts with the Mis18 complex by recognizing self-primed phosphorylations of Mis18α (Ser 54 ) and Mis18BP1 (Thr 78 and Ser 93 ) through its Polo-box domain. Disrupting these phosphorylations perturbed both centromere recruitment of the CENP-A chaperone HJURP and new CENP-A loading. Biochemical and functional analyses showed that phosphorylation of Mis18α and PLK1 binding were required to activate Mis18α-Mis18β and promote Mis18 complex-HJURP interaction. Thus, our study reveals key molecular events underpinning the licensing role of PLK1 in ensuring accurate centromere inheritance.

ABSTRACT Kinetochores direct chromosome segregation in mitosis and meiosis. Faithful gamete formation through meiosis requires that kinetochores take on new functions that impact homolog pairing, recombination and the orientation of kinetochore attachment to microtubules in meiosis I. Using an unbiased proteomics pipeline, we determined the composition of centromeric chromatin and kinetochores at distinct cell-cycle stages, revealing extensive reorganisation of kinetochores during meiosis. The data uncover a network of meiotic chromosome axis and recombination proteins that replace the microtubule-binding outer kinetochore sub-complexes during meiotic prophase. We show that this kinetochore remodelling in meiosis requires the Ctf19c CCAN inner kinetochore complex. Through functional analyses, we identify a Ctf19c CCAN -dependent kinetochore assembly pathway that is dispensable for mitotic growth, but becomes critical upon meiotic entry. Therefore, extensive kinetochore remodelling and a distinct assembly pathway direct the specialization of meiotic kinetochores for successful gametogenesis.