Synaptotagmin 1 (Syt1) and Syt2 are the main Ca 2+ sensors triggering synchronous release in the brain. The Ca 2+ -sensitivity of Syt2-triggered release has been studied in detail. However, for Syt1, the dominating isoform in the neocortex, quantitative detail is lacking. We measured the Ca 2+ -dependency of Syt1-triggered release at layer 5 pyramidal neuron synapses by laser photolysis of caged Ca 2+ . Syt1-triggered release had high Ca 2+ affinity and positive cooperativity (EC 50 , 20 μM; Hill coefficient, 3.57). It was steep in a dynamic range between ∼10 and ∼30 μM that was covered by action potential-evoked release. A kinetic model reveals significant differences to models of Syt2-triggered release. Our results suggest that Syt1 optimizes neocortical synapses for high reliability at moderate local Ca 2+ elevations and for high plastic controllability.

Hyperpolarization-activated cyclic-nucleotide-gated (HCN) channels control electrical rhythmicity and excitability in the heart and brain, but the function of HCN channels at subcellular level in axons remains poorly understood. Here, we show that the action potential conduction velocity in both myelinated and unmyelinated central axons can bidirectionally be modulated by HCN channel blockers, cyclic adenosine monophosphate (cAMP), and neuromodulators. Recordings from mice cerebellar mossy fiber boutons show that HCN channels ensure reliable high-frequency firing and are strongly modulated by cAMP (EC50 40 microM; estimated endogenous cAMP concentration 13 microM). In accord, immunogold-electron microscopy revealed HCN2 as the dominating subunit in cerebellar mossy fibers. Computational modeling indicated that HCN2 channels control conduction velocity primarily via altering the resting membrane potential and was associated with significant metabolic costs. These results suggest that the cAMP-HCN pathway provides neuromodulators an opportunity to finely tune energy consumption and temporal delays across axons in the brain.

Cerebellar granule cells (GCs) making up majority of all the neurons in the vertebrate brain, but heterogeneities among GCs and potential functional consequences are poorly understood. Here, we identified unexpected gradients in the biophysical properties of GCs. GCs closer to the white matter (inner-zone GCs) had higher firing thresholds and could sustain firing with larger current inputs. Dynamic clamp experiments showed that inner- and outer-zone GCs preferentially respond to high- and low-frequency mossy fiber inputs, respectively, enabling to disperse the mossy fiber input into its frequency components as performed by a Fourier transformation. Furthermore, inner-zone GCs have faster axonal conduction velocity and elicit faster synaptic potentials in Purkinje cells. Neuronal network modeling revealed that these gradients improve spike-timing precision of Purkinje cells and decrease the number of GCs required to learn spike-sequences. Thus, our study uncovers biophysical gradients in the cerebellar cortex enabling a Fourier-like transformation of mossy fiber inputs.

Abstract The Ca 2+ -dependence of the recruitment, priming, and fusion of synaptic vesicles are fundamental parameters controlling neurotransmitter release and synaptic plasticity. Despite intense efforts, these important steps in the synaptic vesicles’ cycle remain poorly understood because disentangling recruitment, priming, and fusion of vesicles is technically challenging. Here, we investigated the Ca 2+ -sensitivity of these steps at cerebellar mossy fiber synapses, which are characterized by fast vesicle recruitment mediating high-frequency signaling. We found that the basal free Ca 2+ concentration (<200 nM) critically controls action potential-evoked release, indicating a high-affinity Ca 2+ sensor for vesicle priming. Ca 2+ uncaging experiments revealed a surprisingly shallow and non-saturating relationship between release rate and intracellular Ca 2+ concentration up to 50 μM. Sustained vesicle recruitment was Ca 2+ -independent. Finally, quantitative mechanistic release schemes with five Ca 2+ binding steps incorporating rapid vesicle recruitment via parallel or sequential vesicle pools could explain our data. We thus show that co-existing high and low-affinity Ca 2+ sensors mediate recruitment, priming, and fusion of synaptic vesicles at a high-fidelity synapse.