Calcium-dependent chloride channels are required for normal electrolyte and fluid secretion, olfactory perception, and neuronal and smooth muscle excitability. The molecular identity of these membrane proteins is still unclear. Treatment of bronchial epithelial cells with interleukin-4 (IL-4) causes increased calcium-dependent chloride channel activity, presumably by regulating expression of the corresponding genes. We performed a global gene expression analysis to identify membrane proteins that are regulated by IL-4. Transfection of epithelial cells with specific small interfering RNA against each of these proteins shows that TMEM16A, a member of a family of putative plasma membrane proteins with unknown function, is associated with calcium-dependent chloride current, as measured with halide-sensitive fluorescent proteins, short-circuit current, and patch-clamp techniques. Our results indicate that TMEM16A is an intrinsic constituent of the calcium-dependent chloride channel. Identification of a previously unknown family of membrane proteins associated with chloride channel function will improve our understanding of chloride transport physiopathology and allow for the development of pharmacological tools useful for basic research and drug development.

The most common cause of cystic fibrosis (CF) is deletion of phenylalanine 508 (ΔF508) in the CF transmembrane conductance regulator (CFTR) chloride channel. The ΔF508 mutation produces defects in folding, stability, and channel gating. To identify small-molecule correctors of defective cellular processing, we assayed iodide flux in ΔF508-CFTR–transfected epithelial cells using a fluorescent halide indicator. Screening of 150,000 chemically diverse compounds and more than 1,500 analogs of active compounds yielded several classes of ΔF508-CFTR correctors (aminoarylthiazoles, quinazolinylaminopyrimidinones, and bisaminomethylbithiazoles) with micromolar potency that produced greater apical membrane chloride current than did low-temperature rescue. Correction was seen within 3–6 hours and persisted for more than 12 hours after washout. Functional correction was correlated with plasma membrane expression of complex-glycosylated ΔF508-CFTR protein. Biochemical studies suggested a mechanism of action involving improved ΔF508-CFTR folding at the ER and stability at the cell surface. The bisaminomethylbithiazoles corrected ΔF508-CFTR in ΔF508/ΔF508 human bronchial epithelia but did not correct a different temperature-sensitive CFTR mutant (P574H-CFTR) or a dopamine receptor mutant. Small-molecule correctors may be useful in the treatment of CF caused by the ΔF508 mutation.

The humoral arm of innate immunity includes diverse molecules with antibody-like functions, some of which serve as disease severity biomarkers in coronavirus disease 2019 (COVID-19). The present study was designed to conduct a systematic investigation of the interaction of human humoral fluid-phase pattern recognition molecules (PRMs) with severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2). Of 12 PRMs tested, the long pentraxin 3 (PTX3) and mannose-binding lectin (MBL) bound the viral nucleocapsid and spike proteins, respectively. MBL bound trimeric spike protein, including that of variants of concern (VoC), in a glycan-dependent manner and inhibited SARS-CoV-2 in three in vitro models. Moreover, after binding to spike protein, MBL activated the lectin pathway of complement activation. Based on retention of glycosylation sites and modeling, MBL was predicted to recognize the Omicron VoC. Genetic polymorphisms at the MBL2 locus were associated with disease severity. These results suggest that selected humoral fluid-phase PRMs can play an important role in resistance to, and pathogenesis of, COVID-19, a finding with translational implications.

We broaden the clinical versatility of human nasal epithelial (HNE) cells. HNEs were isolated from 10 participants harboring

Abstract Introduction N1303K is the fourth most frequent Cystic Fibrosis (CF) causing mutation. People with CF (pwCF) clinical status can be improved by Elexacaftor(ELX)/Tezacaftor(TEZ)/Ivacaftor (ETI) combotherapy. We investigated the mechanism underlying N1303K-CFTR rescue. Methods N1303K-CFTR expression and maturation was evaluated by Western Blot in cell lines and Human Nasal Epithelial Primary Cells (HNECs). Cell surface expression was studied by nanoluciferase complementation assay and TurboID proximity labeling. Functional rescue was tested in vitro by YFP-Based Assay and Short Circuit Current. Results Correction by ELX/TEZ increases N1303K-CFTR amounts, but not its maturation in CFTR-expressing HEK and 16HBEge cell lines and in HNECs. In control conditions, N1303K-CFTR is more distributed at the cell surface and significantly more surface partners are identified in the N1303K-CFTR interactome as compared to F508del-CFTR in HEK cells. ELX/TEZ induces a global stabilization of N1303K-CFTR without favoring its plasma membrane relocation in contrast to F508del-CFTR which is redistributed to the membrane. ETI increases N1303K-CFTR activity in HNECs and can be increased by API co-potentiation with a predicted increase in Forced Expiratory Volume in 1 second (ppFEV 1 ) by respectively 13(2)% and 18%(3). This is consistent with a gain in ppFEV1 reported in pwCF carrying the N1303K mutation and additional improvement by API in a patient. Conclusion These results support the expansion of ETI approval to N1303K mutation but highlight different mechanisms of action than for F508del.

Being a classic monogenic disease, gene therapy has always been a promising therapeutic approach for Cystic Fibrosis (CF). However, numerous trials using DNA or viral vectors encoding the correct protein resulted in a general low efficacy. In the last years, chemically modified messenger RNA (cmRNA) has been proven to be a highly potent, pulmonary effective drug. We thus explored the expression of human (h)CFTR encoded by hCFTR cmRNA in vitro, analyzed by flow cytometry and Western Blot and its function with a YFP assay. Very similar effects could be observed in vivo when hCFTR cmRNA was assembled with Chitosan-coated PLGA to nanoparticles (NPs) and intratracheally (i.t.) or intravenously (i.v) injected, the latter one as an alternative administration route to circumvent the clogged airways of CF patients, thereby significantly improving lung function, which suggests that hCFTR cmRNA-NPs are a promising therapeutic option for CF patients independent of their CFTR genotype.

We recently demonstrated that 48 h exposure of primary human bronchial epithelial (hBE) cells, obtained from both CF (F508del homozygous) and non-CF subjects, to the triple drug combination Elexacaftor/Tezacaftor/Ivacaftor (ETI) results in a CFTR genotype-independent modulation of the de novo synthethic pathway of sphingolipids, with an accumulation of dihydroceramides (dHCer). Since dHCer are converted into ceramides (Cer) by the action of a delta-4 sphingolipid desaturase (DEGS) enzyme, we aimed to better understand this off-target effect of ETI (i.e., not related to CFTR rescue) METHODS: hBE cells, both F508del and wild-type, were cultured to create fully differentiated bronchial epithelia. We analyzed Cer and dHCer using an LC-MS based method previously developed by our lab. DEGS expression levels in differentiated hBE cells lysates were quantified by western blot analysis.

The COVID-19 pandemic has underscored the impact of viral infections on individuals with cystic fibrosis (CF). Initial observations suggested lower COVID-19 rates among CF populations; however, subsequent clinical data have presented a more complex scenario. This study aimed to investigate how bronchial epithelial cells from CF and non-CF individuals, including various CF transmembrane conductance regulator (CFTR) mutations, respond to