Abstract Bacillus subtilis vegetative cells switch to sporulation upon nutrient limitation. To investigate the proteome dynamics during sporulation, high resolution time-lapse proteomics was performed in a cell population that was induced to sporulate synchronously. Here, we are the first to comprehensively investigate the changeover of sporulation regulatory proteins, coat proteins and other proteins involved in sporulation and spore biogenesis. Protein co-expression analysis revealed four co-expressed modules (blue, brown, green and yellow). Modules brown and green are upregulated during sporulation and contain proteins associated with sporulation. Module blue, is negatively correlated with modules brown and green, and contained ribosomal and metabolic proteins. Finally, module yellow shows co-expression with the three other modules. Notably, several proteins not belonging to any of the known transcription regulons were identified as co-expressed with modules brown and green. We speculate that they may also play roles during sporulation. Finally, levels of some coat proteins, for example morphogenetic coat proteins, decreased late in sporulation. We speculate on their possible role in guiding or helping assembly of other coat proteins, after which they can be disposed of, but such a hypothesis remains to be experimentally addressed.

Abstract In response to extreme conditions, Bacillus subtilis generates highly resilient spores characterized by a unique multilayered structure. This confers resistance against various chemicals and enzymes yet adding complexity to the analysis of the spore proteome. As the first step in bottom-up proteomics, sample preparation poses a significant challenge. We assessed how an optimized protocol for sample preparation by easy extraction and digestion (SPEED) performed compared to previously established methods “One-pot” (OP) and single-pot, solid phase-enhanced sample-preparation (SP3) for the proteomic analysis of B. subtilis cell and spore samples. We found that SPEED outperformed both OP and SP3 in terms of peptides and proteins identified, moreover SPEED highly reproducibly quantified over 1000 proteins in limited input samples as low as 1 OD 600 of B. subtilis cells and spores. SPEED was applied to analyze spore samples of different purity by applying sequential purification following harvesting of spores. Comparison of the differential abundance of proteins revealed clusters likely partially stemming from remaining vegetative cells in less purified spore samples. We show that ranking of absolute protein abundance in cellular and spore samples further enables us to rationally differentiate integral spore proteins from vegetative remnants. This is of importance in applications and organisms where highly homogenous spore samples are difficult to obtain. A deep proteomic analysis of spore and vegetative cell samples with the new approach led to the identification of 2447 proteins, 2273 of which were further quantified and compared between B. subtilis spores and cells. Our findings indicate that pathways related to peptidoglycan biosynthesis, glycolysis, carbon metabolism, and biosynthesis of secondary metabolites are shared between cells and spores. This corroborates and extends earlier work stressing that despite marked differences in their physiological states, spores preserve vegetative cell (core) proteins, essential for revival under conditions conducive to growth. Abstract Figure

Abstract Background Cowpea wilt is a harmful disease caused by Fusarium oxysporum , leading to substantial losses in cowpea production. Melatonin reportedly regulates plant immunity to pathogens; however the specific regulatory mechanism underlying the protective effect of melatonin pretreated of cowpea against Fusarium oxysporum remains known. Accordingly, the study sought to evaluate changes in the physiological and biochemical indices of cowpea following melatonin treated to facilitate Fusarium oxysporum resistance and elucidate the associated molecular mechanism using a weighted gene coexpression network. Results Treatment with 100 µM melatonin was effective in increasing cowpea resistance to Fusarium oxysporum . Glutathione peroxidase (GSH-PX), catalase (CAT), and salicylic acid (SA) levels were significantly upregulated, and hydrogen peroxide (H 2 O 2 ) levels were significantly downregulated in melatonin treated samples in roots. Weighted gene coexpression network analysis of melatonin- and Fusarium oxysporum -treated samples identified six expression modules comprising 2266 genes; the number of genes per module ranged from 9 to 895. In particular, 17 redox genes and 32 transcription factors within the blue module formed a complex interconnected expression network. KEGG analysis revealed that the associated pathways were enriched in secondary metabolism, peroxisomes, phenylalanine metabolism, flavonoids, and flavonol biosynthesis. More specifically, genes involved in lignin synthesis, catalase, superoxide dismutase, and peroxidase were upregulated. Additionally, exogenous melatonin induced activation of transcription factors, such as WRKY and MYB. Conclusions The study elucidated changes in the expression of genes associated with the response of cowpea to Fusarium oxysporum under melatonin treated. Specifically, multiple defence mechanisms were initiated to improve cowpea resistance to Fusarium oxysporum .