Signals in many biological processes can be amplified by recruiting multiple copies of regulatory proteins to a site of action. Harnessing this principle, we have developed a protein scaffold, a repeating peptide array termed SunTag, which can recruit multiple copies of an antibody-fusion protein. We show that the SunTag can recruit up to 24 copies of GFP, thereby enabling long-term imaging of single protein molecules in living cells. We also use the SunTag to create a potent synthetic transcription factor by recruiting multiple copies of a transcriptional activation domain to a nuclease-deficient CRISPR/Cas9 protein and demonstrate strong activation of endogenous gene expression and re-engineered cell behavior with this system. Thus, the SunTag provides a versatile platform for multimerizing proteins on a target protein scaffold and is likely to have many applications in imaging and controlling biological outputs.

How dynein makes the right moves The molecular motor cytoplasmic dynein moves a wide range of different intracellular cargoes. Dynein's activity in vivo requires another protein, dynactin, but exactly why that should be has been very unclear. Although in vitro experiments have provided some evidence that dynactin increases dynein's processivity, the resulting dynein motility has never come close to matching dynein's cargo-transporting activity in living cells. Now, McKenney et al. show that tripartite complexes of dynein, dynactin, and an adaptor molecule are highly processive in vitro, moving the sort of distances that dynein transports cargo in vivo (see the Perspective by Allan). Science , this issue p. 337 ; see also p. 271

Regulation of mRNA translation, the process by which ribosomes decode mRNAs into polypeptides, is used to tune cellular protein levels. Currently, methods for observing the complete process of translation from single mRNAs in vivo are unavailable. Here, we report the long-term (>1 hr) imaging of single mRNAs undergoing hundreds of rounds of translation in live cells, enabling quantitative measurements of ribosome initiation, elongation, and stalling. This approach reveals a surprising heterogeneity in the translation of individual mRNAs within the same cell, including rapid and reversible transitions between a translating and non-translating state. Applying this method to the cell-cycle gene Emi1, we find strong overall repression of translation initiation by specific 5' UTR sequences, but individual mRNA molecules in the same cell can exhibit dramatically different translational efficiencies. The ability to observe translation of single mRNA molecules in live cells provides a powerful tool to study translation regulation.

BICD2 is one of the two mammalian homologues of the Drosophila Bicaudal D, an evolutionarily conserved adaptor between microtubule motors and their cargo that was previously shown to link vesicles and mRNP complexes to the dynein motor. Here, we identified a G2-specific role for BICD2 in the relative positioning of the nucleus and centrosomes in dividing cells. By combining mass spectrometry, biochemical and cell biological approaches, we show that the nuclear pore complex (NPC) component RanBP2 directly binds to BICD2 and recruits it to NPCs specifically in G2 phase of the cell cycle. BICD2, in turn, recruits dynein-dynactin to NPCs and as such is needed to keep centrosomes closely tethered to the nucleus prior to mitotic entry. When dynein function is suppressed by RNA interference-mediated depletion or antibody microinjection, centrosomes and nuclei are actively pushed apart in late G2 and we show that this is due to the action of kinesin-1. Surprisingly, depletion of BICD2 inhibits both dynein and kinesin-1-dependent movements of the nucleus and cytoplasmic NPCs, demonstrating that BICD2 is needed not only for the dynein function at the nuclear pores but also for the antagonistic activity of kinesin-1. Our study demonstrates that the nucleus is subject to opposing activities of dynein and kinesin-1 motors and that BICD2 contributes to nuclear and centrosomal positioning prior to mitotic entry through regulation of both dynein and kinesin-1.

Abstract In response to virus infection, host cells can activate antiviral signaling to restrict virus replication and communicate viral infection to neighboring cells. For poorly understood reasons, antiviral response activation is highly heterogeneous among infected cells; both quantitatively (level of pathway activation) and qualitatively (transcribed antiviral gene set). Here, we used live-cell single-molecule imaging to simultaneously visualize viral infection and antiviral signaling, providing quantitative insights into antiviral response activation in single cells; first, the probability of activating an antiviral response varies throughout infection, with most efficient activation occurring several hours after the first viral replication. Second, cell-to-cell heterogeneity in viral replication rates early in infection determine the efficiency of antiviral response activation. Finally, variation in signaling strength of the viral sensing pathway result in qualitatively distinct antiviral responses. Together, this works identifies key parameters that shape the antiviral response and provides quantitative insights into the origin of heterogeneity in the antiviral response.

Abstract Accurate control of the cell cycle is critical for development and tissue homeostasis and requires precisely-timed expression of many genes. Cell cycle gene expression is regulated through transcriptional and translational control, as well as through regulated protein degradation. Here, we show that widespread and temporally-controlled mRNA decay acts as an additional mechanism for gene expression regulation during the cell cycle. We find that two waves of mRNA decay occur sequentially during the mitosis-to-G1 phase transition, and identify the deadenylase CNOT1 as a factor that contributes to mRNA decay during this cell cycle transition. Collectively, our data show that, akin to protein degradation, scheduled mRNA decay helps to reshape cell cycle gene expression as cells move from mitosis into G1 phase.

ABSTRACT CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats) -based gene inactivation provides a powerful means of linking genes to particular cellular phenotypes. CRISPR-based screening has mostly relied upon using large genomic pools of single guide RNAs (sgRNAs). However, this approach is limited to phenotypes that can be enriched by chemical selection or FACS sorting. Here, we developed a microscopy-based approach, which we name optical enrichment, to computationally select cells displaying a particular CRISPR-induced phenotype, mark them by photo-conversion of an expressed photo-activatable fluorescent protein, and then isolate the fluorescent cells using fluorescence-activated cell sorting (FACS). A plugin was developed for the open source software μManager to automate the phenotypic identification and photo-conversion of cells, allowing ~1.5 million individual cells to be screened in 8 hr. We used this approach to screen 6092 sgRNAs targeting 544 genes for their effects on nuclear size regulation and identified 14 bona fide hits. These results present a highly scalable approach to facilitate imaging-based pooled CRISPR screens.

Abstract mRNA translation by ribosomes is a highly dynamic and heterogeneous process. However, current approaches cannot readily resolve individual ribosomes during translation, limiting our understanding of translation dynamics. Here, we develop an imaging approach based on Stopless-ORF circular RNAs (socRNAs) to monitor individual translating ribosomes for hours. Using the socRNA imaging technology we obtained accurate measurements of ribosome pausing on various problematic RNA sequences or induced by ribosome-targeting drugs. In addition, we identified a novel translation factor involved in translation elongation, and revealed that translocation rates of ribosomes vary, indicative of intracellular ribosomal heterogeneity. Finally, socRNAs allow very sensitive measurements of translation elongation fidelity, revealing widespread frameshifting during translation. In summary, our single-ribosome imaging approach provides a detailed view of ribosome translocation kinetics and a powerful new tool to study the translation elongation phase.