Abstract Biocatalytic degradation of non-hydrolyzable plastics is a rapidly growing field of research, driven by the global accumulation of waste. Enzymes capable of cleaving the carbon-carbon bonds in synthetic polymers are highly sought-after as they may provide tools for environmentally friendly plastic recycling. Despite some reports of oxidative enzymes acting on non-hydrolyzable plastics, including polyethylene or poly(vinyl chloride), the notion that these materials are susceptible to efficient enzymatic degradation remains controversial, partly driven by a general lack of studies independently reproducing previous observations. We attempted to replicate two recent studies reporting that deconstruction of polyethylene and poly(vinyl chloride) can be achieved using an insect hexamerin from Galleria mellonella (so-called “Ceres”) or a bacterial catalase-peroxidase from Klebsiella sp. , respectively. Reproducing previously described experiments with the recombinant proteins, we did not observe any activity on plastics using multiple reaction conditions and multiple substrate types. Digging deeper into the discrepancies between the previous data and our observations, we show how and why the original experimental results may have been misinterpreted, leading to the erroneous claim that enzymatic deconstruction of polyethylene and poly(vinyl chloride) had occurred. Our results should lead to caution when interpreting the growing amount of literature claiming enzymatic degradation of non-hydrolyzable plastics.

Abstract Systematic, genome-scale genetic screens have been instrumental for elucidating genotype-phenotype relationships, but approaches for probing genetic interactions have been limited to at most ∼100 pre-selected gene combinations in mammalian cells. Here, we introduce a theory for high-throughput genetic interaction screens. The theory extends our recently developed Multiplexing using Spectral Imaging and Combinatorics (MuSIC) approach to propose ∼10 5 spectrally unique, genetically-encoded MuSIC barcodes from 18 currently available fluorescent proteins. Simulation studies based on constraints imposed by spectral flow cytometry equipment suggest that genetic interaction screens at the human genome-scale may be possible if MuSIC barcodes can be paired to guide RNAs. While experimental testing of this theory awaits, it offers transformative potential for genetic perturbation technology and knowledge of genetic function. More broadly, the availability of a genome-scale spectral barcode library for non-destructive identification of single-cells could find more widespread applications such as traditional genetic screening and high-dimensional lineage tracing.

Abstract Secretion levels required of industrial Chinese hamster ovary (CHO) cell lines can challenge endoplasmic reticulum (ER) homeostasis, and ER stress caused by accumulation of misfolded proteins can be a bottleneck in biomanufacturing. The unfolded protein response (UPR) is initiated to restore homeostasis in response to ER stress, and optimization of the UPR can improve CHO cell production of therapeutic proteins. We compared the fed-batch growth, production characteristics, and transcriptomic response of an immunoglobulin G 1 (IgG 1 ) producer to its parental, non-producing host cell line. We conducted differential gene expression analysis using high throughput RNA sequencing (RNASeq) and quantitative polymerase chain reaction (qPCR) to study the ER stress response of each cell line during fed-batch culture. The UPR was activated in the IgG 1 producer compared to the host cell line and our analysis of differential expression profiles indicated transient upregulation of ATF6α target mRNAs in the IgG 1 producer, suggesting two upstream regulators of the ATF6 arm of the UPR, ATF6β and WFS1, are rational engineering targets. Although both ATF6β and WFS1 have been reported to negatively regulate ATF6α, this study shows knockdown of either target elicits different effects in an IgG 1 -producing CHO cell line. Stable knockdown of ATF6β decreased cell growth without decreasing titer; however, knockdown of WFS1 decreased titer without affecting growth. Relative expression measured by qPCR indicated no direct relationship between ATF6β and WFS1 expression, but upregulation of WFS1 in one pool was correlated with decreased growth and upregulation of ER chaperone mRNAs. While knockdown of WFS1 had negative impacts on UPR activation and product mRNA expression, knockdown of ATF6β improved the UPR specifically later in fed-batch leading to increased overall productivity.

Gene copy number variation is a predominant mechanism by which organisms respond to selective pressures in nature, which often results in unbalanced structural variations that perpetuate as adaptations to sustain life. However, the underlying mechanisms that give rise to gene proliferation are poorly understood. Here, we show a unique result of genomic plasticity in Amaranthus palmeri, a massive, ~400kb extrachromosomal circular DNA (eccDNA), that harbors the 5-enoylpyruvylshikimate-3-phosphate synthase (EPSPS) gene and 58 other encoded genes whose functions traverse detoxification, replication, recombination, transposition, tethering, and transport. Gene expression analysis under glyphosate stress showed transcription of 41 of the 59 genes, with high expression of EPSPS, aminotransferase, zinc-finger, and several uncharacterized proteins. The genomic architecture of the eccDNA replicon is comprised of a complex arrangement of repeat sequences and mobile genetic elements interspersed among arrays of clustered palindromes that may be crucial for stability, DNA duplication and tethering, and/or a means of nuclear integration of the adjacent and intervening sequences. Comparative analysis of orthologous genes in grain amaranth (Amaranthus hypochondriacus) and water-hemp (Amaranthus tuberculatus) suggest higher order chromatin interactions contribute to the genomic origins of the Amaranthus palmeri eccDNA replicon structure.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.

Genome-wide mutational screens are central to understanding the genetic underpinnings of evolved and engineered phenotypes. The widespread adoption of CRISPR-Cas9 genome editing has enabled such screens in many organisms, but identifying functional sgRNAs still remains a challenge. To address this limitation, we developed a methodology to quantify the cutting efficiency of each sgRNA in a genome-scale library in the biotechnologically important yeast Yarrowia lipolytica. Screening in the presence and absence of native DNA repair enabled high-throughput quantification of sgRNA function leading to the identification of high efficiency sgRNAs that cover 94% of genes. Library validation enhanced the classification of essential genes by identifying inactive guides that create false negatives and mask the effects of successful disruptions. Quantification of guide effectiveness also creates a dataset from which functional determinants of CRISPR-Cas9 can be identified. Finally, application of the library identified mutations that led to high lipid accumulation and eliminated pseudohyphal morphology.

Abstract Geraniol is a monoterpene with wide applications in the food, cosmetics, and pharmaceutical industries. Microbial production has largely used model organisms lacking favorable properties for monoterpene production. In this work, we produced geraniol in metabolically engineered Yarrowia lipolytica . First, two plant-derived geraniol synthases (GES) from Catharanthus roseus (Cr) and Valeriana officinalis (Vo) were tested based on previous reports of activity. Both wild type and truncated mutants of GES (without signal peptide targeting chloroplast) were examined by co-expressing with MVA pathway enzymes tHMG1 and IDI1. Truncated CrGES (tCrGES) produced the most geraniol and thus was used for further experimentation. The initial strain was obtained by overexpression of the truncated HMG1, IDI and tCrGES. The acetyl-CoA precursor pool was enhanced by overexpressing mevalonate pathway genes such as ERG10, HMGS or MVK, PMK. The final strain overexpressing 3 copies of tCrGES and single copies of ERG10, HMGS, tHMG1, IDI produced approximately 1 g/L in shake-flask fermentation. This is the first demonstration of geraniol production in Yarrowia lipolytica and the highest de novo titer reported to date in yeast.

Abstract While thermophilic enzymes have thermostability desired for broad industrial applications, they can lose activity at ambient temperatures far from their optimal. Engineering cold activity into thermophilic enzymes has the potential to broaden the range of temperatures resulting in significant activity (i.e., decreasing the temperature dependence of k cat ). Even though it has been widely suggested that cold temperature enzyme activity results from active flexibility that is at odds with the rigidity necessary for thermostable enzymes; however, directed evolution experiments have shown us these properties are not mutually exclusive. In this study, rational protein engineering was used to introduce flexibility inducing mutations around the active sites of Geobacillus thermocatenulatus lipase (GTL). Two mutants were found to have enhanced specific activity compared to wild-type at temperatures between 283 K to 363 K with p-nitrophenol butyrate but not with larger substrates. Kinetics assay revealed both mutations resulted in psychrophilic traits, such as lower activation enthalpy and more negative entropy values compared to wild type in all substrates. Furthermore, the mutants had significantly improved thermostability compared to wild type enzyme, which proves that it is feasible to improve the cold activity without trade-off. Our study provides insight into the enzyme cold adaptation mechanism and design principles for engineering cold activity into thermostable enzymes.