Despite the high prevalence of nonalcoholic fatty liver disease (NAFLD), little is known of its pathogenesis based on study of human liver samples. By the use of Affymetrix GeneChips (17,601 genes), we investigated gene expression in the human liver of subjects with extreme steatosis due to NAFLD without histological signs of inflammation (liver fat 66.0 ± 6.8%) and in subjects with low liver fat content (6.4 ± 2.7%). The data were analyzed by using sequence-based reannotation of Affymetrix probes and a robust model-based normalization method. We identified genes involved in hepatic glucose and lipid metabolism, insulin signaling, inflammation, coagulation, and cell adhesion to be significantly associated with liver fat content. In addition, genes involved in ceramide signaling (MAP2K4) and metabolism (UGCG) were found to be positively associated with liver fat content. Genes involved in lipid metabolism (PLIN, ACADM), fatty acid transport (FABP4, CD36), amino acid catabolism (BCAT1), and inflammation (CCL2) were validated by real-time PCR and were found to be upregulated in subjects with high liver fat content. The data show that multiple changes in gene expression characterize simple steatosis.

OBJECTIVE—The objective of this study is to quantitate expression of genes possibly contributing to insulin resistance and fat deposition in the human liver. RESEARCH DESIGN AND METHODS—A total of 24 subjects who had varying amounts of histologically determined fat in the liver ranging from normal (n = 8) to steatosis due to a nonalcoholic fatty liver (NAFL) (n = 16) were studied. The mRNA concentrations of 21 candidate genes associated with fatty acid metabolism, inflammation, and insulin sensitivity were quantitated in liver biopsies using real-time PCR. In addition, the subjects were characterized with respect to body composition and circulating markers of insulin sensitivity. RESULTS—The following genes were significantly upregulated in NAFL: peroxisome proliferator–activated receptor (PPAR)γ2 (2.8-fold), the monocyte-attracting chemokine CCL2 (monocyte chemoattractant protein [MCP]-1, 1.8-fold), and four genes associated with fatty acid metabolism (acyl-CoA synthetase long-chain family member 4 [ACSL4] [2.8-fold], fatty acid binding protein [FABP]4 [3.9-fold], FABP5 [2.5-fold], and lipoprotein lipase [LPL] [3.6-fold]). PPARγ coactivator 1 (PGC1) was significantly lower in subjects with NAFL than in those without. Genes significantly associated with obesity included nine genes: plasminogen activator inhibitor 1, PPARγ, PPARδ, MCP-1, CCL3 (macrophage inflammatory protein [MIP]-1α), PPARγ2, carnitine palmitoyltransferase (CPT1A), FABP4, and FABP5. The following parameters were associated with liver fat independent of obesity: serum adiponectin, insulin, C-peptide, and HDL cholesterol concentrations and the mRNA concentrations of MCP-1, MIP-1α, ACSL4, FABP4, FABP5, and LPL. CONCLUSIONS—Genes involved in fatty acid partitioning and binding, lipolysis, and monocyte/macrophage recruitment and inflammation are overexpressed in the human fatty liver.

We sought to determine whether adipose tissue is inflamed in individuals with increased liver fat (LFAT) independently of obesity.A total of 20 nondiabetic, healthy, obese women were divided into normal and high LFAT groups based on their median LFAT level (2.3 +/- 0.3 vs. 14.4 +/- 2.9%). Surgical subcutaneous adipose tissue biopsies were studied using quantitative PCR, immunohistochemistry, and a lipidomics approach to search for putative mediators of insulin resistance and inflammation. The groups were matched for age and BMI. The high LFAT group had increased insulin (P = 0.0025) and lower HDL cholesterol (P = 0.02) concentrations.Expression levels of the macrophage marker CD68, the chemokines monocyte chemoattractant protein-1 and macrophage inflammatory protein-1alpha, and plasminogen activator inhibitor-1 were significantly increased, and those of peroxisome proliferator-activated receptor-gamma and adiponectin decreased in the high LFAT group. CD68 expression correlated with the number of macrophages and crown-like structures (multiple macrophages fused around dead adipocytes). Concentrations of 154 lipid species in adipose tissue revealed several differences between the groups, with the most striking being increased concentrations of triacylglycerols, particularly long chain, and ceramides, specifically Cer(d18:1/24:1) (P = 0.01), in the high LFAT group. Expression of sphingomyelinases SMPD1 and SMPD3 were also significantly increased in the high compared with normal LFAT group.Adipose tissue is infiltrated with macrophages, and its content of long-chain triacylglycerols and ceramides is increased in subjects with increased LFAT compared with equally obese subjects with normal LFAT content. Ceramides or their metabolites could contribute to adverse effects of long-chain fatty acids on insulin resistance and inflammation.

Abstract The rise in obesity prevalence has created an urgent need for new and improved methods to study human adipocytes and the pathogenic effects of weight gain in vitro . Despite numerous studies showing the advantages of culturing adipocyte progenitors as 3D structures, the majority continue using traditional 2D cultures which result in small, multilocular adipocytes with poor representability. We hypothesized that providing differentiating pre-adipocytes with a vascular growth niche would mimic in vivo adipogenesis and improve the differentiation process. Here we present a simple, easily applicable culture protocol that allows for the differentiation and culturing of human adipocytes with a more unilocular morphology and larger lipid droplets than previous protocols. We moreover offer a protocol for inducing adipocyte enlargement in vitro , resulting in larger lipid droplets and development of several key features of adipocyte dysfunction, including altered adipokine secretions and impaired lipolysis. Taken together, our hypertrophied human adipocyte spheroids offer an improved culture system for studying the cellular and molecular mechanisms causing metabolic dysfunction and inflammation during weight gain.

Abstract In organs with continuous, non-leaky capillaries like white adipose tissue and the heart, microvascular endothelial cells (ECs) serve as a vital barrier, facilitating nutrient delivery to underlying tissues. While capillary heterogeneity between organs is well established, how these vascular layers have adapted their key functions – such as fatty acid transport – to their respective organs remains unclear, largely due to the lack of organotypic endothelial model systems. Here we demonstrate that the vascular barrier in white adipose tissue, a crucial organ for whole-body fatty acid handling, exhibits comparable impermeability to that of heart and muscle. To investigate if the adipose endothelium possesses tissue-specific functions for facilitating fatty acid transport, we developed an in vitro dual tracing-system that allows simultaneous monitoring of barrier integrity and fatty acid transport dynamics by modifying the classic transwell culture. Using this system, we can show human adipose-derived primary ECs selectively transport fluorescent fatty acid tracers while excluding other tracers like dextrans, a phenomenon not observed in other cultured human ECs. Additionally, our findings reveal EC-type specific responses to various transcytosis inhibitors. Our results underscore the unique characteristics of the adipose endothelium and enhances our understanding of how microvascular permeability and transport dynamics have adapted to their specific organ physiology.