Noisy gene expression or unequal partition of molecules during cell division are increasingly recognized as key sources of non-genetic cell-to-cell heterogeneity but the consequences for disease progression and drug efficiency are little understood. Through single-cell imaging, Spencer et al. now show that pre-existing cell-to-cell differences in the levels of signalling proteins determine whether the addition of an external death signal will kill a cell by apoptosis or not — and how quickly it happens. The mechanism may explain the phenomenon of 'fractional killing', in which repeated rounds of chemotherapy kill some but not all cells in a tumour. From an evolutionary perspective, such systems-level phenotypic variation — not based on genetic or epigenetic modifications — offers wider adaptive potential to populations of living organisms. Noise in gene expression gives rise to cell-to-cell variability in protein concentrations and is increasingly recognized as a key source of non-genetic differences between cells. Through single cell imaging, it has now been possible to demonstrate that pre-existing differences in the levels of signalling proteins determine whether the addition of an external death signal will kill a cell or not—and how fast. This has implications for understanding 'fractional killing' of tumour cells after chemotherapy, in which some but not all tumour cells die. In microorganisms, noise in gene expression gives rise to cell-to-cell variability in protein concentrations1,2,3,4,5,6,7. In mammalian cells, protein levels also vary8,9,10 and individual cells differ widely in their responsiveness to uniform physiological stimuli11,12,13,14,15. In the case of apoptosis mediated by TRAIL (tumour necrosis factor (TNF)-related apoptosis-inducing ligand) it is common for some cells in a clonal population to die while others survive—a striking divergence in cell fate. Among cells that die, the time between TRAIL exposure and caspase activation is highly variable. Here we image sister cells expressing reporters of caspase activation and mitochondrial outer membrane permeabilization after exposure to TRAIL. We show that naturally occurring differences in the levels or states of proteins regulating receptor-mediated apoptosis are the primary causes of cell-to-cell variability in the timing and probability of death in human cell lines. Protein state is transmitted from mother to daughter, giving rise to transient heritability in fate, but protein synthesis promotes rapid divergence so that sister cells soon become no more similar to each other than pairs of cells chosen at random. Our results have implications for understanding ‘fractional killing’ of tumour cells after exposure to chemotherapy, and for variability in mammalian signal transduction in general.

Tissue homeostasis in metazoans is regulated by transitions of cells between quiescence and proliferation. The hallmark of proliferating populations is progression through the cell cycle, which is driven by cyclin-dependent kinase (CDK) activity. Here, we introduce a live-cell sensor for CDK2 activity and unexpectedly found that proliferating cells bifurcate into two populations as they exit mitosis. Many cells immediately commit to the next cell cycle by building up CDK2 activity from an intermediate level, while other cells lack CDK2 activity and enter a transient state of quiescence. This bifurcation is directly controlled by the CDK inhibitor p21 and is regulated by mitogens during a restriction window at the end of the previous cell cycle. Thus, cells decide at the end of mitosis to either start the next cell cycle by immediately building up CDK2 activity or to enter a transient G0-like state by suppressing CDK2 activity.

Ki67 staining is widely used as a proliferation indicator in the clinic, despite poor understanding of this protein’s function or dynamics. Here, we track Ki67 levels under endogenous control in single cells over time and find that Ki67 accumulation occurs only during S, G2, and M phases. Ki67 is degraded continuously in G1 and G0 phases, regardless of the cause of entry into G0/quiescence. Consequently, the level of Ki67 during G0 and G1 in individual cells is highly heterogeneous and depends on how long an individual cell has spent in G0. Thus, Ki67 is a graded rather than a binary marker both for cell-cycle progression and time since entry into quiescence.

When exposed to tumor necrosis factor (TNF) or TNF-related apoptosis-inducing ligand (TRAIL), a closely related death ligand and investigational therapeutic, cells enter a protracted period of variable duration in which only upstream initiator caspases are active. A subsequent and sudden transition marks activation of the downstream effector caspases that rapidly dismantle the cell. Thus, extrinsic apoptosis is controlled by an unusual variable-delay, snap-action switch that enforces an unambiguous choice between life and death. To understand how the extrinsic apoptosis switch functions in quantitative terms, we constructed a mathematical model based on a mass-action representation of known reaction pathways. The model was trained against experimental data obtained by live-cell imaging, flow cytometry, and immunoblotting of cells perturbed by protein depletion and overexpression. The trained model accurately reproduces the behavior of normal and perturbed cells exposed to TRAIL, making it possible to study switching mechanisms in detail. Model analysis shows, and experiments confirm, that the duration of the delay prior to effector caspase activation is determined by initiator caspase-8 activity and the rates of other reactions lying immediately downstream of the TRAIL receptor. Sudden activation of effector caspases is achieved downstream by reactions involved in permeabilization of the mitochondrial membrane and relocalization of proteins such as Smac. We find that the pattern of interactions among Bcl-2 family members, the partitioning of Smac from its binding partner XIAP, and the mechanics of pore assembly are all critical for snap-action control.

Abstract Despite increasing numbers of effective anti-cancer therapies, successful treatment is limited by the development of drug resistance. While the contribution of genetic factors to drug resistance is undeniable, little is known about how drug-sensitive cells first evade drug action to proliferate in drug. Here we track the response of thousands of single melanoma cells to BRAF inhibitors and show that a subset escapes drug within the first 3 days of treatment. Cell-cycle re-entry occurs via a non-genetic mechanism involving activation of mTORC1 and ATF4, validated in cultures of patient biopsies. These escapees cycle periodically in drug, incur significant DNA damage, and out-proliferate non-escapees over extended treatment. Our work reveals a mutagenesis-prone, expanding subpopulation of early drug escapees that may seed development of permanent drug resistance.

SUMMARY Cells respond to cellular stress by forming stress granules, molecular condensates containing non-translating messenger ribonucleoproteins. Stress granules form during chemotherapy and promote cell survival and chemoresistance, although the mechanism of this effect is not understood. We provide several lines of evidence that stress granules enhance cell survival by promoting cellular quiescence. First, we see a correlation between spontaneous stress granule formation and cell-cycle exit under non-stress conditions. Second, cells deficient in proteins required for stress granule formation (G3BP1/2) are less likely to exit the cell cycle under non-stress, stress, and chemotherapeutic conditions. Third, rescuing stress granule formation in G3BP1/2 knockout cells restores the fraction of cycling cells to wild-type levels. Finally, cells with enhanced stress granule formation (ddx6 knockout cells) show an increased propensity to exit the cell cycle. These results suggest that stress granules are important regulators of cellular quiescence, which could enable the identification of new anti-chemoresistance therapies that target stress granules.

Long-term perturbation of de novo chromatin assembly during DNA replication has profound effects on epigenome maintenance and cell fate. The early mechanistic origin of these defects is unknown. Here, we combine acute degradation of Chromatin Assembly Factor 1 (CAF-1), a key player in de novo chromatin assembly, with single-cell genomics, quantitative proteomics, and live-microscopy to uncover these initiating mechanisms in human cells. CAF-1 loss immediately slows down DNA replication speed and renders nascent DNA hyper-accessible. A rapid cellular response, distinct from canonical DNA damage signaling, is triggered and lowers histone mRNAs. As a result, histone variants usage and their modifications are altered, limiting transcriptional fidelity and delaying chromatin maturation within a single S-phase. This multi-level response induces a cell-cycle arrest after mitosis. Our work reveals the immediate consequences of defective de novo chromatin assembly during DNA replication, explaining how at later times the epigenome and cell fate can be altered.

SUMMARY Oncogene-induced senescence (OIS) is a phenomenon in which aberrant oncogene expression causes non-transformed cells to enter a non-proliferative state. Cells undergoing OIS display phenotypic heterogeneity, with some cells senescing and others remaining proliferative. The causes of the heterogeneity remain poorly understood. We studied the sources of heterogeneity in the responses of human epithelial cells to oncogenic BRAF V600E expression. We found that a narrow expression range of BRAF V600E generated a wide range of activities of its downstream effector ERK. In population-level and single cell assays, ERK activity displayed a non-monotonic relationship to proliferation, with intermediate ERK activities leading to maximal proliferation. We profiled gene expression across a range of ERK activities over time and characterized four distinct ERK response classes, which we propose act in concert to generate the unique ERK-proliferation response. Altogether, our studies mapped the input-output relationships between ERK activity and proliferation providing important insights into how heterogeneity can be generated during OIS.

Summary Cell proliferation and terminal differentiation are intimately coordinated during metazoan development. Here, we adapt a cyclin-dependent kinase (CDK) sensor to uncouple these cell cycle-associated events live in C. elegans and zebrafish. The CDK sensor consists of a fluorescently tagged CDK substrate that steadily translocates from the nucleus to the cytoplasm in response to increasing CDK activity and consequent sensor phosphorylation. We show that the CDK sensor can distinguish cycling cells in G1 from terminally differentiated cells in G0, revealing a commitment point and a cryptic stochasticity in an otherwise invariant C. elegans cell lineage. We also derive a predictive model of future proliferation behavior in C. elegans and zebrafish based on a snapshot of CDK activity in newly born cells. Thus, we introduce a live-cell imaging tool to facilitate in vivo studies of cell cycle control in a wide-range of developmental contexts.