Abstract Many eukaryotic organisms are diploid or even polyploid, i.e. they harbour two or more independent copies of each chromosome. Yet, to date most reference genome assemblies represent a mosaic consensus sequence in which the homologous chromosomes have been collapsed into one sequence. This procedure generates sequence artefacts and impedes analyses of allele-specific mechanisms. Here, we report the allele-specific genome assembly of the diploid unicellular protozoan parasite Trypanosoma brucei . As a first step, we called variants on the allele-collapsed assembly of the T. brucei Lister 427 isolate using short-read error-corrected PacBio reads. We identified 96 thousand heterozygote variants across the genome (average of 4.2 variants / kb), and observed that the variant density along the chromosomes was highly uneven. Several long (>100 kb) regions of loss-of-heterozigosity (LOH) were identified, suggesting recent recombination events between the alleles. By analysing available genomic sequencing data of multiple Lister 427 derived clones, we found that most LOH regions were conserved, except for some that were specific to clones adapted to the insect lifecycle stage. Surprisingly, we also found that some Lister 427 clones were aneuploid. We found evidence of trisomy in chromosome five (chr 5), chr 2, chr 6 and chr 7. Moreover, by analysing RNA-seq data, we showed that the transcript level is proportional to the ploidy, evidencing the lack of a general expression control at the transcript level in T. brucei . As a second step, to generate an allele-specific genome assembly, we used two powerful datatypes for haplotype reconstruction: raw long reads (PacBio) and chromosome conformation (Hi-C) data. With this approach, we were able to assign 99.5% of all heterozygote variants to a specific homologous chromosome, building a 66 Mb long T. brucei Lister 427 allele-specific genome assembly. Hereby, we identified genes with allele-specific premature termination codons and showed that differences in allele-specific expression at the level of transcription and translation can be accurately monitored with the fully phased genome assembly. The obtained reference-grade allele-specific genome assembly of T. brucei will enable the analysis of allele-specific phenomena, as well as the better understanding of recombination and evolutionary processes. Furthermore, it will serve as a standard to ‘benchmark’ much needed automatic genome assembly pipelines for highly heterozygous wild species isolates.

Abstract Antigenic variation is an immune evasion strategy used by many different pathogens. It involves the periodic, non-random switch in the expression of different antigens throughout an infection. How the observed hierarchy in antigen expression is achieved has remained a mystery. A key challenge in uncovering this process has been the inability to track transcriptome changes and potential genomic rearrangements in individual cells during a switch event. Here, we report the establishment of a highly sensitive single-cell RNA-seq (scRNA-seq) approach for the model protozoan parasite Trypanosoma brucei . This approach has revealed genomic rearrangements that occur in individual cells during a switch event. Our data show that following a double-strand break (DSB) in the transcribed antigen-coding gene – an important trigger for antigen switching – the type of repair mechanism and the resultant antigen expression depend on the availability of a homologous repair template in the genome. When such a template was available, repair proceeded through segmental gene conversion, creating new, mosaic antigen-coding genes. Conversely, in the absence of a suitable template, a telomere-adjacent antigen-coding gene from a different part of the genome was activated by break-induced replication. Our results reveal the critical role of available repair sequence in the antigen selection mechanism. Additionally, our study demonstrates the power of highly sensitive scRNA-seq methods in detecting genomic rearrangements that drive transcriptional changes at the single-cell level.

Abstract Gene expression is a multi-step process that converts DNA-encoded information into proteins, involving RNA transcription, maturation, degradation, and translation. While transcriptional control is a major regulator of protein levels, the role of post-transcriptional processes such as RNA processing and degradation is less well understood due to the challenge of measuring their contributions individually. To address this challenge, we investigated the control of gene expression in Trypanosoma brucei, a unicellular parasite assumed to lack transcriptional control. Instead, mRNA levels in T. brucei are controlled by post-transcriptional processes, which enabled us to disentangle the contribution of both processes to total mRNA levels. In this study, we developed an efficient metabolic RNA labeling approach and combined ultra-short metabolic labeling with transient transcriptome sequencing (TT-seq) to confirm the long-standing assumption that RNA polymerase II transcription is unregulated in T. brucei. In addition, we established thiol (SH)-linked alkylation for metabolic sequencing of RNA (SLAM-seq) to globally quantify RNA processing rates and half-lives. Our data, combined with scRNA-seq data, indicate that RNA processing and stability independently affect total mRNA levels and contribute to the variability seen between individual cells in African trypanosomes.