Integrating metal–organic frameworks (MOFs) in microelectronics has disruptive potential because of the unique properties of these microporous crystalline materials. Suitable film deposition methods are crucial to leverage MOFs in this field. Conventional solvent-based procedures, typically adapted from powder preparation routes, are incompatible with nanofabrication because of corrosion and contamination risks. We demonstrate a chemical vapour deposition process (MOF-CVD) that enables high-quality films of ZIF-8, a prototypical MOF material, with a uniform and controlled thickness, even on high-aspect-ratio features. Furthermore, we demonstrate how MOF-CVD enables previously inaccessible routes such as lift-off patterning and depositing MOF films on fragile features. The compatibility of MOF-CVD with existing infrastructure, both in research and production facilities, will greatly facilitate MOF integration in microelectronics. MOF-CVD is the first vapour-phase deposition method for any type of microporous crystalline network solid and marks a milestone in processing such materials. The authors show that thin films of microporous metal–organic frameworks can be deposited on a broad range of substrates and on high-aspect-ratio features by means of chemical vapour deposition.

ABSTRACT Quantitative analysis on a large number of organoids can provide meaningful information from the morphological variability observed in 3D organotypic cultures, called organoids. Yet, gathering statistics of growing organoids is currently limited by existing imaging methods and subsequent image analysis workflows that are either restricted to 2D, limited in resolution, or with a low throughput. Here, we present an automated high content imaging platform synergizing high density organoid cultures with 3D live light-sheet imaging. The platform is an add-on to a standard inverted microscope. We demonstrate our capacity to collect libraries of 3D images at a rate of 300 organoids per hour, enabling training of artificial intelligence-based algorithms to quantify the organoid morphogenetic organization at multiple scales with subcellular resolution. We validate our approach on different organotypic cell cultures (stem, primary, and cancer), and quantify the development of hundreds of neuroectoderm organoids (from human Embryonic Stem Cells) at cellular, multicellular and whole organoid scales.

ABSTRACT Quantification of skeletal muscle functional contraction is essential to assess the outcomes of therapeutic procedures for muscular disorders. Muscle three-dimensional “Organ-on-chip” models usually require a substantial amount of biological material, which is problematic in the context of limited patient sample. Here we developed a miniaturized 3D myotube culture chip with contraction monitoring capacity. Optimized micropatterned substrate design enabled to obtain high culture yields in tightly controlled microenvironments. Spontaneous contractions in myotubes derived from primary human myoblasts were observed. Analysis of nuclear morphology confirmed a similar organization between obtained myotubes and in vivo myofibers. LMNA -related Congenital Muscular Dystrophy (L-CMD) was modelled with successful development of mutant 3D myotubes displaying contractile dysfunction. This technology can thus be used to study contraction characteristics and evaluate how diseases affect muscle organization and force generation. Importantly, it requires significantly fewer starting materials than current systems, which should allow to substantially improve drug screening capability.

ABSTRACT Fluorescence lifetime imaging (FLIM) is widely used for functional and multiplexed bioimaging, but is limited in speed, volumetric sampling of multicellular specimen, and live cell compatibility. To overcome these limitations, we have combined single objective light-sheet microscopy with pulsed excitation and time-resolved detection on a SPAD array detector. We report excellent quantitative agreement with confocal FLIM at 10-100-fold shorter acquisition times, down to 100 ms per image. We demonstrate lifetime-based multiplexing in 3D and time-lapse FLIM of mechanosensitive tension probes on living embryonic organoids, providing a powerful tool for functional imaging of dynamic multicellular systems.

Abstract Migration of newborn neurons is essential for brain morphogenesis and circuit formation, yet controversy exists regarding how neurons generate the driving force against strong mechanical stresses in crowded neural tissues. We found that cerebellar granule neurons adopt differential motility modes in distinct extracellular environments. In 3-dimensional (3D) confinement, actomyosin produces contractile forces at the posterior cell membrane, in addition to the traction force in the leading process that is exclusively observed in 2D cultures. The 3D migration is initiated by activation of a mechanosensitive channel PIEZO1. PIEZO1-induced calcium influx in the soma triggers the PKC-ezrin cascade, which recruits actomyosin to the posterior plasma membrane. Thus, migrating neurons use a mechano-sensing mechanism to activate multiple driving forces to maneuver in irregular brain tissue. One-Sentence Summary Cerebellar granule neurons use a mechanosensor PIEZO1 to switch migratory modes in confined spaces.

This paper challenges our understanding of cell-cell adhesion by emphasising the role of mechanical dissipation at the cellular level. We have developed new microdevices to measure the energy dissipated during the rupture of junctions between cell-cell doublets. Using a synthetic cadherin approach, we decoupled the role of cadherin binding energy, signalling and downstream regulation of cytoskeletal architecture. This yielded a phase diagram in which cell junctions transition from a ductile to a brittle fracture mode based on their ratio of cortical tension and shape relaxation time. We recapitulated our results using a descriptive mechanical simulation approach. Our results shift our understanding of cell-cell adhesion from the current focus on bond energy and tension to the key role played by energy dissipation in the cytoskeleton during junction deformation and its active mechanosensitive regulation.

Podosomes are a singular category of integrin-mediated adhesions important in the processes of cell migration, matrix degradation, and cancer cell invasion. Despite a wealth of biochemical studies, the effects of mechanical forces on podosome integrity and dynamics are poorly understood. Here, we show that podosomes are highly sensitive to two groups of physical factors. First, we describe the process of podosome disassembly induced by activation of myosin- IIA filament assembly. Next, we find that podosome integrity and dynamics depends upon membrane tension and can be experimentally perturbed by osmotic swelling and deoxycholate treatment. We have also found that podosomes can be disrupted in a reversible manner by single or cyclic radial stretching of the substratum. We show that disruption of podosomes induced by osmotic swelling is independent of myosin-II filaments. Inhibition of the membrane sculpting protein, dynamin-II, but not clathrin, resulted in activation of myosin-IIA filament formation and disruption of podosomes. The effect of dynamin-II inhibition on podosomes was however independent of myosin-II filaments. Moreover, formation of organized arrays of podosomes in response to microtopographic cues (the ridges with triangular profile) was not accompanied by reorganization of myosin-II filaments. Thus, mechanical elements such as myosin-II filaments and factors affecting membrane tension/sculpting independently modulate podosome formation and dynamics, underlying a versatile response of these adhesion structures to intracellular and extracellular cues.