ABSTRACT Membrane-bound extracellular vesicles (EVs) mediate intercellular communication in all organisms, and those produced by placental mammals have become increasingly recognized as significant mediators of fetal-maternal communication. Here, we aimed to identify maternal cells targeted by placental EVs and elucidate the mechanisms by which they traffic to these cells. Exogenously administered pregnancy-associated EVs traffic specifically to the lung; further, placental EVs associate with lung interstitial macrophages and liver Kupffer cells in an integrin-dependent manner. Localization of EV to maternal lungs was confirmed in unmanipulated pregnancy using a transgenic reporter mouse model, which also provided in situ and in vitro evidence that fetally-derived EVs, rarely, may cause genetic alteration of maternal cells. These results provide for the first time direct in vivo evidence for targeting of placental EVs to maternal immune cells, and further, evidence that EVs can alter cellular phenotype.

Successful embryo implantation requires coordinated changes in the uterine luminal epithelium, including structural adaptations, apical-basal polarity shifts, intrauterine fluid resorption, and cellular communication. Planar cell polarity (PCP) proteins, essential for cell organization, are understudied in the context of uterine physiology and implantation. PRICKLE proteins, components of PCP, are suggested to play critical roles in epithelial polarization and tissue morphogenesis. However, their function in the polarized unicellular layer of endometrial epithelium, which supports embryo implantation, is unknown. We developed an endometrial epithelial-specific knockout (cKO) of mouse

Abstract Uterine glands are branched, tubular structures whose secretions are essential for pregnancy success. It is known that pre-implantation glandular expression of leukemia inhibitory factor (LIF) is crucial for embryo implantation; however, the contribution of uterine gland structure to gland secretions, such as LIF, is not known. Here, we use mice deficient in estrogen receptor 1 (ESR1) signaling to uncover the role of ESR1 signaling in gland branching and the role of a branched structure in LIF secretion and embryo implantation. We observed that deletion of ESR1 in neonatal uterine epithelium, stroma, and muscle using the progesterone receptor PgrCre causes a block in uterine gland development at the gland bud stage. Embryonic epithelial deletion of ESR1 using a Müllerian duct Cre line, Pax2Cre, displays gland bud elongation but a failure in gland branching. Reduction of ESR1 in adult uterine epithelium using the lactoferrin-Cre (LtfCre) displays normally branched uterine glands. Unbranched glands from Pax2Cre Esr1flox/flox uteri fail to express glandular pre-implantation Lif, preventing implantation chamber formation and embryo alignment along the uterine mesometrial–antimesometrial axis. In contrast, branched glands from LtfCre Esr1flox/flox uteri display reduced expression of ESR1 and glandular Lif resulting in delayed implantation chamber formation and embryo–uterine axes alignment but mice deliver a normal number of pups. Finally, pre-pubertal unbranched glands in control mice express Lif in the luminal epithelium but fail to express Lif in the glandular epithelium, even in the presence of estrogen. These data strongly suggest that branched glands are necessary for pre-implantation glandular Lif expression for implantation success. Our study is the first to identify a relationship between the branched structure and secretory function of uterine glands and provides a framework for understanding how uterine gland structure–function contributes to pregnancy success.

ABSTRACT How a mammalian embryo determines and arrives at its site of attachment is a mystery that has puzzled researchers for decades. Additionally, in multiparous species, embryos face a unique challenge of achieving adequate spacing to avoid competition for maternal resources. Using our enhanced confocal imaging and 3D image reconstruction technology, we evaluate murine embryo location in the uterus along the longitudinal oviductal-cervical axis. Our analysis reveals three distinct pre-implantation stages: a) Embryo entry; b) Unidirectional movement of embryo clusters; and c) Bidirectional scattering and spacing of embryos. We show that unidirectional movement of embryo clusters is facilitated by a mechanical stimulus of the embryo as a physical object and is regulated by adrenergic uterine smooth muscle contractions. Embryo scattering, on the other hand, relies on embryo-uterine communication reliant on the LPAR3 signaling pathway and is independent of adrenergic muscle contractions. We propose that the presence of embryo clusters in the uterine horn provides an opportunity for the uterus to sense and count the embryos, followed by scattering and spacing these embryos along the given length of the horn. Thus, uterine implantation sites in mice are neither random nor predetermined but are guided by the number of embryos entering the uterine lumen. These studies have implications for understanding how embryo-uterine communication is key to determining an optimal implantation site, which is necessary for the success of a pregnancy. Significance Statement In mammals that carry multiple offspring in one gestation, embryos seemingly acquire even embryo spacing. Such even distribution would imply a guided interaction between the mother and the fetus very early on in pregnancy to allow favorable pregnancy outcomes. Thus, it is essential to understand quantitatively if and when such a uniform distribution of embryos is established. Further, uncovering the physical and biological mechanisms that allow for such equal distribution of embryos, will improve our understanding of early pregnancy events and provide for novel targets for improving pregnancy success in case of infertility and artificial reproductive technologies as well as to develop non-hormonal therapies for contraception.

Abstract Though endometriosis and infertility are clearly associated, the pathophysiological mechanism remains unclear. Previous work has linked endometrial ARID1A loss to endometriosis-related endometrial non-receptivity. Here, we show in mice that ARID1A binds and regulates transcription of the Foxa2 gene required for endometrial gland function. Uterine specific deletion of Arid1a compromises gland development and diminishes Foxa2 and Lif expression. Deletion of Arid1a with Ltf-iCre in the adult mouse endometrial epithelium preserves gland development while still compromising gland function. Mice lacking endometrial epithelial Arid1a are severely sub-fertile due to defects in implantation, decidualization, and endometrial receptivity from disruption of the LIF-STAT3-EGR1 pathway. FOXA2 is also reduced in the endometrium of women with endometriosis in correlation with diminished ARID1A, and both ARID1A and FOXA2 are reduced in non-human primates induced with endometriosis. Our findings describe a role for ARID1A in the endometrial epithelium supporting early pregnancy establishment through the maintenance of gland function.

ABSTRACT The development and progression of endometriotic lesions are poorly understood, but immune cell dysfunction and inflammation are closely associated with the pathophysiology of endometriosis. A lack of suitable 3D in vitro models permitting the study of interactions between cell types and the microenvironment is a contributing factor. To address this limitation, we developed endometriotic organoids (EO) to explore the role of epithelial-stromal interactions and model peritoneal cell invasion associated with lesion development. Using a non-adherent microwell culture system, spherical organoids were generated with endometriotic epithelial cells (12Z) combined with immortalized endometriotic stromal cells (iEc-ESC) or immortalized uterine stromal cells (iHUF). Organoids self-organized with stromal cells occupying the center and epithelial cells on the periphery of the organoid. Endometriotic organoids (EO), containing iEc-ESC, resulted in the development of stratified 12Z epithelial cells compared to those with iHUF where the 12Z cells developed as a single layered epithelium. Transcriptomic analysis found 4,522 differentially expressed genes (DEG) between EO and 12Z/iHUF organoids, and the top DEG included increased expression of interleukins and prostaglandin synthase enzymes. An overlap of the EO DEG with baboon endometriotic lesions was highly significant. Finally, to mimic invasion of endometrial tissue into the peritoneum, a model was developed using EO and extracellular matrix containing human peritoneal mesothelial cells (LP9). Invasion of EO into the extracellular matrix-LP9 layer was increased in presence of estrogen or THP1-derived proinflammatory macrophages. Taken together, our results strongly support the concept that EO are an appropriate model for dissecting mechanisms that contribute to endometriotic lesion development. One Sentence Summary Endometriotic organoids are an appropriate model to study epithelial-stromal interactions and model cell invasion associated with lesion development.

Summary Myometrial stem/progenitor cells (MyoSPCs) have been proposed as the cells of origin for uterine fibroids, which are benign tumors that develop in the myometrium of most reproductive age women, but the identity of the MyoSPC has not been well established. We previously identified SUSD2 as a possible MyoSPC marker, but the relatively poor enrichment in stem cell characteristics of SUSD2+ over SUSD2- cells compelled us to find better discerning markers for more rigorous downstream analyses. We combined bulk RNA-seq of SUSD2+/- cells with single cell RNA-seq to identify markers capable of further enriching for MyoSPCs. We observed seven distinct cell clusters within the myometrium, with the vascular myocyte cluster most highly enriched for MyoSPC characteristics and markers, including SUSD2. CRIP1 expression was found highly upregulated in both techniques and was used as a marker to sort CRIP1+/PECAM1- cells that were both enriched for colony forming potential and able to differentiate into mesenchymal lineages, suggesting that CRIP1+/PECAM1- cells could be used to better study the etiology of uterine fibroids.

ABSTRACT Precise regulation of embryo movement is crucial to successful implantation, but the role of ovarian hormones in this process is not understood. We ascertain the effects of altered hormonal environment on embryo movement using two delayed implantation models: Natural lactational Diapause (ND), a naturally occurring alternate model of pregnancy, and Artificially induced Diapause (AD), a laboratory version of ND. Our previous work suggests that embryos in a natural pregnancy (NP) first display unidirectional clustered embryo movement , followed by bidirectional scattering and spacing movement . In contrast, in the ND model, embryos are present as clusters near the oviductal-uterine junction for ~24-hours longer than NP, followed by locations consistent with a unidirectional scattering and spacing movement . Intriguingly, the AD model closely resembles embryo location in NP and not ND. Further, unlike the popular paradigm of reduced estrogen (E2) levels in diapause E2 levels are comparable across NP, ND, and AD, while progesterone (P4) levels are reduced in ND and highly increased in AD when compared to NP. Exogenous administration of E2 or P4 modifies the unidirectional clustered embryo movement, while E2 treatment causes a reduction in P4 and affects the bidirectional phase of embryo movement. Taken together, our data suggest embryo movement can be modulated by both P4 and E2. Understanding natural hormonal adaptation in diapause provides an opportunity to determine key players regulating embryo movement and implantation success. This knowledge can be leveraged to understand pregnancy survival and implantation success in hormonally altered conditions in the clinic.

Endometrial stromal cell decidualization is required for pregnancy success. Although this process is integral to fertility, many of the intricate molecular mechanisms contributing to decidualization remain undefined. One pathway that has been implicated in endometrial stromal cell decidualization in humans in vitro, is the Hippo signaling pathway. Two previously conducted studies showed that the effectors of the Hippo signaling pathway, YAP1 and WWTR1, are required for decidualization of primary endometrial stromal cells in vitro. To investigate the in vivo role of YAP1 and WWTR1 in decidualization and pregnancy initiation, we generated Progesterone receptor Cre mediated mutation of a combination of Yap1 and Wwtr1 alleles. Female Yap1 and Wwtr1 triple allele mutants exhibited subfertility, a compromised decidualization response, decreased endometrial receptivity, delayed embryonic development, and a unique transcriptional profile at 7.5 days post coitus. Bulk mRNA sequencing revealed aberrant maternal remodeling evidenced by significant alterations in extracellular matrix encoding genes at 7.5 days post-coitus in mutant dams and enrichment for terms associated with fertility-compromising diseases like pre-eclampsia and endometriosis. In addition, differentially expressed genes overlapped directionally with Estrogen receptor and Epidermal growth factor receptor regulated genes as identified by microarray. Our results indicate that Yap1 and Wwtr1 are necessary for successful mammalian pregnancy initiation.

Abstract Background Technical advances in whole tissue imaging and clearing have allowed 3D reconstruction of exocrine uterine glands deep‐seated in the endometrium. However, there are limited gland structure analysis platforms to analyze these imaging data sets. Here, we present a pipeline for segmenting and analyzing uterine gland shape. Results Using our segmentation methodology, we derive metrics to describe gland length, shape, and branching patterns. We then quantify gland behavior with respect to organization around the embryo and proximity of each gland to the uterine lumen. We apply this image analysis pipeline to uterine glands at the peri‐implantation time points of a mouse pregnancy. Our analysis reveals that at the time of embryo or egg entry into the uterus, glands show changes in length, tortuosity, and proximity to the uterine lumen while gland branch number stays the same. Eventually, these shape changes aid in reorganization of the glands around the embryo implantation site. We further apply our analysis pipeline to human and guinea pig uterine glands, extending feasibility to other mammalian species. Conclusion This work serves as a resource for researchers to extract quantitative and reproducible morphological features from three‐dimensional uterine gland images to reveal insights about functional and structural patterns.