Mice lacking the mechanically activated ion channel Piezo2 in both sensory neurons and Merkel cells are almost totally incapable of light-touch sensation while other somatosensory functions, such as mechanical nociception, remain intact, implying that other mechanically activated ion channels must now be identified to account for painful touch sensation. Recent decades have seen the mechanisms of sensing photons (vision), chemicals (olfaction, taste) and temperature (thermosensation) elucidated in some detail. The sense of touch, implying the transduction of mechanical forces into electrical signals, is less well understood. Here Ardem Patapoutian and colleagues show that mice lacking the mechanically activated ion channel Piezo2 in both sensory neurons and in Merkel cells, a type of modified skin cell, are almost totally incapable of light-touch sensation. As the mice are intact in other somatosensory functions such as mechanical nociception, the work implies that other mechanically activated ion channels must now be identified to account for painful touch sensation. The sense of touch provides critical information about our physical environment by transforming mechanical energy into electrical signals1. It is postulated that mechanically activated cation channels initiate touch sensation, but the identity of these molecules in mammals has been elusive2. Piezo2 is a rapidly adapting, mechanically activated ion channel expressed in a subset of sensory neurons of the dorsal root ganglion and in cutaneous mechanoreceptors known as Merkel-cell–neurite complexes3,4. It has been demonstrated that Merkel cells have a role in vertebrate mechanosensation using Piezo2, particularly in shaping the type of current sent by the innervating sensory neuron4,5,6; however, major aspects of touch sensation remain intact without Merkel cell activity4,7. Here we show that mice lacking Piezo2 in both adult sensory neurons and Merkel cells exhibit a profound loss of touch sensation. We precisely localize Piezo2 to the peripheral endings of a broad range of low-threshold mechanoreceptors that innervate both hairy and glabrous skin. Most rapidly adapting, mechanically activated currents in dorsal root ganglion neuronal cultures are absent in Piezo2 conditional knockout mice, and ex vivo skin nerve preparation studies show that the mechanosensitivity of low-threshold mechanoreceptors strongly depends on Piezo2. This cellular phenotype correlates with an unprecedented behavioural phenotype: an almost complete deficit in light-touch sensation in multiple behavioural assays, without affecting other somatosensory functions. Our results highlight that a single ion channel that displays rapidly adapting, mechanically activated currents in vitro is responsible for the mechanosensitivity of most low-threshold mechanoreceptor subtypes involved in innocuous touch sensation. Notably, we find that touch and pain sensation are separable, suggesting that as-yet-unknown mechanically activated ion channel(s) must account for noxious (painful) mechanosensation.

Significance Ion channels that are activated by mechanical force have been implicated in numerous physiological systems. In mammals, the identity of these channels remains poorly understood. We recently described Piezos as evolutionarily conserved mechanically activated ion channels and showed that Piezo2 is required for activation of touch receptors in the skin. Here we show that Piezo1 is a critical component of endothelial cell mechanotransduction and is required for embryonic development. Piezo1 is expressed in embryonic endothelial cells and is activated by fluid shear stress. Loss of Piezo1 affects the ability of endothelial cells to alter their alignment when subjected to shear stress. These results suggest a potential role for Piezo1 in mechanotransduction in adult cardiovascular function and disease.

A mouse study shows that non-neuronal epidermal Merkel cells aid fine-touch perception in the skin through their expression of the Piezo2 mechanosensitive cation channel which then actively tunes the response to touch in adjacent somatosensory neurons. Merkel cells (also known as Merkel-Ranvier cells) are found in the vertebrate epidermis. They are non-neuronal but may make 'synapse-like' contact with neighbouring cells. It has been suggested that they are associated with the sensation of touch, but this has been difficult to prove and remains controversial. In this week's Nature two teams present clear evidence that Merkel cells are autonomous mechanosensors essential to fine touch perception. The cells express the mechanosensitive channel Piezo2, which allows them to actively tune somatosensory neurons' responses to touch. These results are consistent with a compound receptor system model in which epidermal cells help neurons to discriminate between different types of touch — such as flutter, stretch and pressure — and therefore to decode the fine details of objects. How we sense touch remains fundamentally unknown1,2. The Merkel cell–neurite complex is a gentle touch receptor in the skin that mediates slowly adapting responses of Aβ sensory fibres to encode fine details of objects3,4,5,6. This mechanoreceptor complex was recognized to have an essential role in sensing gentle touch nearly 50 years ago3,4. However, whether Merkel cells or afferent fibres themselves sense mechanical force is still debated, and the molecular mechanism of mechanotransduction is unknown1,2,7,8,9,10,11,12. Synapse-like junctions are observed between Merkel cells and associated afferents6,13,14,15, and yet it is unclear whether Merkel cells are inherently mechanosensitive or whether they can rapidly transmit such information to the neighbouring nerve1,2,16,17. Here we show that Merkel cells produce touch-sensitive currents in vitro. Piezo2, a mechanically activated cation channel, is expressed in Merkel cells. We engineered mice deficient in Piezo2 in the skin, but not in sensory neurons, and show that Merkel-cell mechanosensitivity completely depends on Piezo2. In these mice, slowly adapting responses in vivo mediated by the Merkel cell–neurite complex show reduced static firing rates, and moreover, the mice display moderately decreased behavioural responses to gentle touch. Our results indicate that Piezo2 is the Merkel-cell mechanotransduction channel and provide the first line of evidence that Piezo channels have a physiological role in mechanosensation in mammals. Furthermore, our data present evidence for a two-receptor-site model, in which both Merkel cells and innervating afferents act together as mechanosensors. The two-receptor system could provide this mechanoreceptor complex with a tuning mechanism to achieve highly sophisticated responses to a given mechanical stimulus15,18,19.

Maintenance of a constant cell volume in response to extracellular or intracellular osmotic changes is critical for cellular homeostasis. Activation of a ubiquitous volume-regulated anion channel (VRAC) plays a key role in this process; however, its molecular identity in vertebrates remains unknown. Here, we used a cell-based fluorescence assay and performed a genome-wide RNAi screen to find components of VRAC. We identified SWELL1 (LRRC8A), a member of a four-transmembrane protein family with unknown function, as essential for hypotonicity-induced iodide influx. SWELL1 is localized to the plasma membrane, and its knockdown dramatically reduces endogenous VRAC currents and regulatory cell volume decrease in various cell types. Furthermore, point mutations in SWELL1 cause a significant change in VRAC anion selectivity, demonstrating that SWELL1 is an essential VRAC component. These findings enable further molecular characterization of the VRAC channel complex and genetic studies for understanding the function of VRAC in normal physiology and disease.

Respiratory dysfunction is a notorious cause of perinatal mortality in infants and sleep apnoea in adults, but the mechanisms of respiratory control are not clearly understood. Mechanical signals transduced by airway-innervating sensory neurons control respiration; however, the physiological significance and molecular mechanisms of these signals remain obscured. Here we show that global and sensory neuron-specific ablation of the mechanically activated ion channel Piezo2 causes respiratory distress and death in newborn mice. Optogenetic activation of Piezo2+ vagal sensory neurons causes apnoea in adult mice. Moreover, induced ablation of Piezo2 in sensory neurons of adult mice causes decreased neuronal responses to lung inflation, an impaired Hering-Breuer mechanoreflex, and increased tidal volume under normal conditions. These phenotypes are reproduced in mice lacking Piezo2 in the nodose ganglion. Our data suggest that Piezo2 is an airway stretch sensor and that Piezo2-mediated mechanotransduction within various airway-innervating sensory neurons is critical for establishing efficient respiration at birth and maintaining normal breathing in adults.

The proton-activated chloride channel (PAC) is active across a wide range of mammalian cells and is involved in acid-induced cell death and tissue injury1-3. PAC has recently been shown to represent a novel and evolutionarily conserved protein family4,5. Here we present two cryo-electron microscopy structures of human PAC in a high-pH resting closed state and a low-pH proton-bound non-conducting state. PAC is a trimer in which each subunit consists of a transmembrane domain (TMD), which is formed of two helices (TM1 and TM2), and an extracellular domain (ECD). Upon a decrease of pH from 8 to 4, we observed marked conformational changes in the ECD-TMD interface and the TMD. The rearrangement of the ECD-TMD interface is characterized by the movement of the histidine 98 residue, which is, after acidification, decoupled from the resting position and inserted into an acidic pocket that is about 5 Å away. Within the TMD, TM1 undergoes a rotational movement, switching its interaction partner from its cognate TM2 to the adjacent TM2. The anion selectivity of PAC is determined by the positively charged lysine 319 residue on TM2, and replacing lysine 319 with a glutamate residue converts PAC to a cation-selective channel. Our data provide a glimpse of the molecular assembly of PAC, and a basis for understanding the mechanism of proton-dependent activation.

Abstract Desensitization is a common property of membrane receptors, including ion channels. The newly identified proton-activated chloride (PAC) channel plays an important role in regulating the pH and size of organelles in the endocytic pathway, and is also involved in acid-induced cell death. However, how the PAC channel desensitizes is largely unknown. Here, we show by patch-clamp electrophysiological studies that PAC undergoes pH-dependent desensitization upon prolonged acid exposure. Through structure-guided and comprehensive mutagenesis, we identified several residues critical for PAC desensitization, including histidine (H) 98, glutamic acid (E) 94, and aspartic acid (D) 91 at the extracellular extension of the transmembrane helix 1 (TM1), as well as E107, D109, and E250 at the extracellular domain (ECD)–transmembrane domain (TMD) interface. Structural analysis and molecular dynamic simulations revealed extensive interactions between residues at the TM1 extension and those at the ECD–TMD interface. These interactions likely facilitate PAC desensitization by stabilizing the desensitized conformation of TM1, which undergoes a characteristic rotational movement from the resting and activated states to the desensitized state. Our studies establish a new paradigm of channel desensitization in this ubiquitously expressed ion channel and pave the way for future investigation of its relevance in cellular physiology and disease.

Chloride plays a crucial role in various cellular functions, and its level is regulated by a variety of chloride transporters and channels. However, to date, we still lack the capability to image instantaneous ion flux through chloride channels at single-cell level. Here, we developed a series of cell-permeable, pH-independent, chloride-sensitive fluorophores for real-time cytosolic chloride imaging, which we call CytoCl dyes. We demonstrated the ability of CytoCl dyes to monitor cytosolic chloride and used it to uncover the rapid changes and transient events of halide flux, which cannot be captured by steady-state imaging. Finally, we successfully imaged the proton-activated chloride channel-mediated ion flux at single-cell level, which is, to our knowledge, the first real-time imaging of ion flux through a chloride channel in unmodified cells. By enabling the imaging of single-cell level ion influx through chloride channels and transporters, CytoCl dyes can expand our understanding of ion flux dynamics, which is critical for characterization and modulator screening of these membrane proteins. A conjugable version of CytoCl dyes was also developed for its customization across different applications.

Cytotoxic neuronal swelling and glutamate excitotoxicity are two hallmarks of ischemic stroke. However, the underlying molecular mechanisms are not well understood. Here, it is reported that SWELL1, the essential subunit of the volume-regulated anion channel (VRAC), plays a dual role in ischemic injury by promoting neuronal swelling and glutamate excitotoxicity. SWELL1 expression is upregulated in neurons and astrocytes after experimental stroke in mice. The neuronal SWELL1 channel is activated by intracellular hypertonicity, leading to Cl