ABSTRACT Use of the green fluorescent protein (Gfp) from the jellyfish Aequorea victoria is a powerful method for nondestructive in situ monitoring, since expression of green fluorescence does not require any substrate addition. To expand the use of Gfp as a reporter protein, new variants have been constructed by the addition of short peptide sequences to the C-terminal end of intact Gfp. This rendered the Gfp susceptible to the action of indigenous housekeeping proteases, resulting in protein variants with half-lives ranging from 40 min to a few hours when synthesized in Escherichia coli and Pseudomonas putida . The new Gfp variants should be useful for in situ studies of temporal gene expression.

The widely used pESC vector series (Stratagene, La Jolla, CA, USA) with the bidirectional GAL1/GAL10 promoter provides the possibility of simultaneously expressing two different genes from a single vector in Saccharomyces cerevisiae. This system can be induced by galactose and is repressed by glucose. Since S. cerevisiae prefers glucose as a carbon source, and since its growth rate is higher in glucose than in galactose-containing media, we compared and evaluated seven different promoters expressed during growth on glucose (pTEF1, pADH1, pTPI1, pHXT7, pTDH3, pPGK1 and pPYK1) with two strong galactose-induced promoters (pGAL1 and pGAL10), using lacZ as a reporter gene and measuring LacZ activity in batch and continuous cultivation. TEF1 and PGK1 promoters showed the most constant activity pattern at different glucose concentrations. Based on these results, we designed and constructed two new expression vectors which contain the two constitutive promoters, TEF1 and PGK1, in opposite orientation to each other. These new vectors retain all the features from the pESC-URA plasmid except that gene expression is mediated by constitutive promoters.

BubR1 is a central component of the spindle assembly checkpoint that inhibits progression into anaphase in response to improper kinetochore-microtubule interactions. In addition, BubR1 also helps stabilize kinetochore-microtubule interactions by counteracting the Aurora B kinase but the mechanism behind this is not clear. Here we show that BubR1 directly binds to the B56 family of protein phosphatase 2A (PP2A) regulatory subunits through a conserved motif that is phosphorylated by cyclin-dependent kinase 1 (Cdk1) and polo-like kinase 1 (Plk1). Two highly conserved hydrophobic residues surrounding the serine 670 Cdk1 phosphorylation site are required for B56 binding. Mutation of these residues prevents the establishment of a proper metaphase plate and delays cells in mitosis. Furthermore, we show that phosphorylation of serines 670 and 676 stimulates the binding of B56 to BubR1 and that BubR1 targets a pool of B56 to kinetochores. Our data suggest that BubR1 counteracts Aurora B kinase activity at improperly attached kinetochores by recruiting B56-PP2A phosphatase complexes.

The Warburg effect is ubiquitous in proliferative mammalian cells, including cancer cells, but poses challenges for biopharmaceutical production, as lactate accumulation inhibits cell growth and protein production. Previous efforts to eliminate lactate production via knockout have failed in mammalian bioprocessing since lactate dehydrogenase has proven essential. However, here we eliminated the Warburg effect in Chinese hamster ovary (CHO) and HEK293 cells by simultaneously knocking out lactate dehydrogenase and regulators involved in a negative feedback loop that typically inhibits pyruvate conversion to acetyl-CoA. In contrast to long-standing assumptions about the role of aerobic glycolysis, Warburg-null cells maintain wildtype growth rate while producing negligible lactate. Further characterization of Warburg-null CHO cells showed a compensatory increase in oxygen consumption, a near total reliance on oxidative metabolism, and higher cell densities in fed-batch cell culture. These cells remained amenable for production of diverse biotherapeutic proteins, reaching industrially relevant titers and maintaining product glycosylation. Thus, the ability to eliminate the Warburg effect is an important development for biotherapeutic production and provides a tool for investigating a near-universal metabolic phenomenon.

Abstract Despite their therapeutic potential, many protein drugs remain inaccessible to patients since they are difficult to secrete. Each recombinant protein has unique physicochemical properties and requires different machinery for proper folding, assembly, and post-translational modifications (PTMs). Here we aimed to identify the machinery supporting recombinant protein secretion by measuring the protein-protein interaction (PPI) networks of four different recombinant proteins (SERPINA1, SERPINC1, SERPING1 and SeAP) with various PTMs and structural motifs using the proximity-dependent biotin identification (BioID) method. We identified PPIs associated with specific features of the secreted proteins using a Bayesian statistical model, and found proteins involved in protein folding, disulfide bond formation and N-glycosylation were positively correlated with the corresponding features of the four model proteins. Among others, oxidative folding enzymes showed the strongest association with disulfide bond formation, supporting their critical roles in proper folding and maintaining the ER stability. Knockdown of disulfide-isomerase PDIA4, a measured interactor with significance for SERPINC1 but not SERPINA1, led to the decreased secretion of SERPINC1, which relies on its extensive disulfide bonds, compared to SERPINA1, which has no disulfide bonds. Proximity-dependent labeling successfully identified the transient interactions supporting synthesis of secreted recombinant proteins and refined our understanding of key molecular mechanisms of the secretory pathway during recombinant protein production.

Abstract Alpha-1-antitrypsin (A1AT) is a multifunctional, clinically important, high value therapeutic glycoprotein that can be used for the treatment of many diseases such as alpha-1-antitrypsin deficiency, diabetes, graft-versus-host-disease, cystic fibrosis and various viral infections. Currently, the only FDA-approved treatment for A1AT disorders is intravenous augmentation therapy with human plasma-derived A1AT. In addition to its limited supply, this approach poses a risk of infection transmission, since it uses therapeutic A1AT harvested from donors. To address these issues, we sought to generate recombinant human A1AT (rhA1AT) that is chemically and biologically indistinguishable from its plasma-derived counterpart using glycoengineered Chinese Hamster Ovary (geCHO-L) cells. By deleting nine key genes that are part of the CHO glycosylation machinery and expressing the human ST6GAL1 and A1AT genes, we obtained stable, high producing geCHO-L lines that produced rhA1AT having an identical glycoprofile to plasma-derived A1AT (pdA1AT). Additionally, the rhA1AT demonstrated in vitro activity and in vivo half-life comparable to commercial pdA1AT. Thus, we anticipate that this platform will help produce human-like recombinant plasma proteins, thereby providing a more sustainable and reliable source of therapeutics that are cost-effective and better-controlled with regard to purity, clinical safety and quality.

Viral contamination in biopharmaceutical manufacturing can lead to shortages in the supply of critical therapeutics. To facilitate the protection of bioprocesses, we explored the basis for the susceptibility of CHO cells, the most commonly used cell line in biomanufacturing, to RNA virus infection. Upon infection with certain ssRNA and dsRNA viruses, CHO cells fail to generate a significant interferon (IFN) response. Nonetheless, the downstream machinery for generating IFN responses and its antiviral activity is intact in these cells: treatment of cells with exogenously-added type I IFN or poly I:C prior to infection limited the cytopathic effect from Vesicular stomatitis virus (VSV), Encephalomyocarditis virus (EMCV), and Reovirus-3 virus (Reo-3) in a STAT1-dependent manner. To harness the intrinsic antiviral mechanism, we used RNA-Seq to identify two upstream repressors of STAT1: Gfi1 and Trim24. By knocking out these genes, the engineered CHO cells exhibited increased resistance to the prototype RNA viruses tested. Thus, omics-guided engineering of mammalian cell culture can be deployed to increase safety in biotherapeutic protein production among many other biomedical applications.

Allosteric transcription factors (aTFs) have proven widely applicable for biotechnology and synthetic biology as ligand-specific biosensors enabling real-time monitoring, selection and regulation of cellular metabolism. However, both the biosensor specificity and the correlation between ligand concentration and biosensor output signal, also known as the transfer function, often needs to be optimized before meeting application needs. Here, we present a versatile and high-throughput method to evolve and functionalize prokaryotic aTF specificity and transfer functions in a eukaryote chassis, namely baker's yeast Saccharomyces cerevisiae. From a single round of directed evolution of the effector-binding domain (EBD) coupled with various toggled selection regimes, we robustly select aTF variants of the cis, cis-muconic acid-inducible transcription factor BenM evolved for change in ligand specificity, increased dynamic output range, shifts in operational range, and a complete inversion of function from activation to repression. Importantly, by targeting only the EBD, the evolved biosensors display DNA-binding affinities similar to BenM, and are functional when ported back into a non-native prokaryote chassis. The developed platform technology thus leverages aTF evolvability for the development of new host-agnostic biosensors with user-defined small-molecule specificities and transfer functions.