Arachidonic acid is metabolized to prostaglandin H2 (PGH2) by cyclooxygenase (COX). COX-2, the inducible COX isozyme, has a key role in intestinal polyposis1,2. Among the metabolites of PGH2, PGE2 is implicated in tumorigenesis because its level is markedly elevated in tissues of intestinal adenoma and colon cancer3. Here we show that homozygous deletion of the gene encoding a cell-surface receptor of PGE2, EP2, causes decreases in number and size of intestinal polyps in ApcΔ716 mice (a mouse model for human familial adenomatous polyposis). This effect is similar to that of COX-2 gene disruption. We also show that COX-2 expression is boosted by PGE2 through the EP2 receptor via a positive feedback loop. Homozygous gene knockout for other PGE2 receptors, EP1 or EP3, did not affect intestinal polyp formation in ApcΔ716 mice. We conclude that EP2 is the major receptor mediating the PGE2 signal generated by COX-2 upregulation in intestinal polyposis, and that increased cellular cAMP stimulates expression of more COX-2 and vascular endothelial growth factor in the polyp stroma.

Homotypic targeting is the inherent ability of cells for preferential interaction with cells of similar or identical types, a phenomenon commonly seen in cell adhesion, tissue formation, and immune responses. Unfortunately, its full potential remains largely untapped. Here we introduce an approach to drastically boost the homotypic targeting capabilities of cells via exosomes (nanoscale extracellular vesicles secreted by cells). By engineering exosome surfaces with lanthanides, we amplify specific cell-exosome interactions by more than 25-fold, significantly accelerating the selective capture of exosomes by cells of the same lineage. This substantial enhancement in cellular homophilicity opens up an entirely new class of applications, two of which we showcase here with unprecedented performance: using cells to detect specific exosomes and using exosomes to detect specific cells. The concept of “super homotypic targeting” offers enormous potential to transform cancer diagnostics, immunotherapy, targeted drug delivery, tissue engineering, and vaccine development.

Drosophila provides an inexpensive and quantitative platform for measuring whole animal drug response. A complementary approach is virtual screening, where chemical libraries can be efficiently screened against protein target(s). Here, we present a unique discovery platform integrating structure-based modeling with Drosophila biology and organic synthesis. We demonstrate this platform by developing chemicals targeting a Drosophila model of Medullary Thyroid Cancer (MTC) with disease-promoting kinase network activated by mutant dRetM955T. Structural models for kinases relevant to MTC were generated for virtually screening to identify initial hits that were dissimilar to known kinase inhibitors yet suppressed dRetM955T-induced oncogenicity. We then combined features from the hits and known inhibitors to create a hybrid molecule with improved dRetM955T phenotypic outcome. Our platform provides a framework to efficiently explore novel chemical spaces, develop compounds outside of the current inhibitor chemical space, and "correct" cancer-causing signaling networks to improve disease prognosis while minimizing whole body toxicity.

Abstract Flow cytometry is a vital tool in biomedical research and laboratory medicine. However, its accuracy is often compromised by undesired fluctuations in fluorescence intensity. While fluorescence lifetime imaging microscopy (FLIM) bypasses this challenge as fluorescence lifetime remains unaffected by such fluctuations, the full integration of FLIM into flow cytometry has yet to be demonstrated due to speed limitations. Here we overcome the speed limitations in FLIM, thereby enabling high-throughput FLIM flow cytometry at a high rate of over 10,000 cells per second. This is made possible by using dual intensity-modulated continuous-wave beam arrays with complementary modulation frequency pairs for fluorophore excitation and acquiring fluorescence lifetime images of rapidly flowing cells. Moreover, our FLIM system distinguishes subpopulations in male rat glioma and captures dynamic changes in the cell nucleus induced by an anti-cancer drug. FLIM flow cytometry significantly enhances cellular analysis capabilities, providing detailed insights into cellular functions, interactions, and environments.

ABSTRACT Drosophila serves as a highly valuable model organism across numerous fields including genetics, immunology, neuroscience, cancer biology, and developmental biology. Central to Drosophila -based biological research is the ability to perform comprehensive genetic or chemical screens. However, this research is often limited by its dependence on laborious manual handling and analysis, making it prone to human error and difficult to discern statistically significant or rare events amid the noise of individual variations resulting from genetic and environmental factors. In this article we present flow zoometry, a whole-animal equivalent of flow cytometry for large-scale, individual-level, high-content screening of Drosophila . Our flow zoometer automatically clears the tissues of Drosophila melanogaster , captures three-dimensional (3D) multi-color fluorescence tomograms of single flies with single-cell volumetric resolution at an unprecedented throughput of over 1,000 animals within 48 hours (24 hr for clearing; 24 hr for imaging), and performs AI-enhanced data-driven analysis – a task that would traditionally take months or years with manual techniques. To demonstrate its broad applications, we employed the flow zoometer in various laborious screening assays, including those in toxicology, genotyping, and tumor screening. Flow zoometry represents a pivotal evolution in high-throughput screening technology: previously from molecules to cells, now from cells to whole animals. This advancement serves as a foundational platform for “statistical spatial biology”, to improve empirical precision and enable serendipitous discoveries across various fields of biology.