The role of epithelial-to-mesenchymal transition (EMT) in metastasis is a longstanding source of debate, largely owing to an inability to monitor transient and reversible EMT phenotypes in vivo. Here we establish an EMT lineage-tracing system to monitor this process in mice, using a mesenchymal-specific Cre-mediated fluorescent marker switch system in spontaneous breast-to-lung metastasis models. We show that within a predominantly epithelial primary tumour, a small proportion of tumour cells undergo EMT. Notably, lung metastases mainly consist of non-EMT tumour cells that maintain their epithelial phenotype. Inhibiting EMT by overexpressing the microRNA miR-200 does not affect lung metastasis development. However, EMT cells significantly contribute to recurrent lung metastasis formation after chemotherapy. These cells survived cyclophosphamide treatment owing to reduced proliferation, apoptotic tolerance and increased expression of chemoresistance-related genes. Overexpression of miR-200 abrogated this resistance. This study suggests the potential of an EMT-targeting strategy, in conjunction with conventional chemotherapies, for breast cancer treatment.

Although organ fibrosis causes significant morbidity and mortality in chronic diseases, the lack of detailed knowledge about specific cellular contributors mediating fibrogenesis hampers the design of effective antifibrotic therapies. Different cellular sources, including tissue-resident and bone marrow-derived fibroblasts, pericytes and epithelial cells, have been suggested to give rise to myofibroblasts, but their relative contributions remain controversial, with profound differences between organs and different diseases. Here we employ a novel Cre-transgenic mouse that marks 99% of hepatic stellate cells (HSCs), a liver-specific pericyte population, to demonstrate that HSCs give rise to 82-96% of myofibroblasts in models of toxic, cholestatic and fatty liver disease. Moreover, we exclude that HSCs function as facultative epithelial progenitor cells in the injured liver. On the basis these findings, HSCs should be considered the primary cellular target for antifibrotic therapies across all types of liver disease.

Increased translocation of intestinal bacteria is a hallmark of chronic liver disease and contributes to hepatic inflammation and fibrosis. Here we tested the hypothesis that the intestinal microbiota and Toll-like receptors (TLRs) promote hepatocellular carcinoma (HCC), a long-term consequence of chronic liver injury, inflammation, and fibrosis. Hepatocarcinogenesis in chronically injured livers depended on the intestinal microbiota and TLR4 activation in non-bone-marrow-derived resident liver cells. TLR4 and the intestinal microbiota were not required for HCC initiation but for HCC promotion, mediating increased proliferation, expression of the hepatomitogen epiregulin, and prevention of apoptosis. Gut sterilization restricted to late stages of hepatocarcinogenesis reduced HCC, suggesting that the intestinal microbiota and TLR4 represent therapeutic targets for HCC prevention in advanced liver disease.

Bacterial lipopolysaccharide (LPS) stimulates Kupffer cells and participates in the pathogenesis of alcohol-induced liver injury. However, it is unknown whether LPS directly affects hepatic stellate cells (HSCs), the main fibrogenic cell type in the injured liver. This study characterizes LPS-induced signal transduction and proinflammatory gene expression in activated human HSCs. Culture-activated HSCs and HSCs isolated from patients with hepatitis C virus-induced cirrhosis express LPS-associated signaling molecules, including CD14, toll-like receptor (TLR) 4, and MD2. Stimulation of culture-activated HSCs with LPS results in a rapid and marked activation of NF-κB, as assessed by in vitro kinase assays for IκB kinase (IKK), IκBα steady-state levels, p65 nuclear translocation, NF-κB-dependent luciferase reporter gene assays, and electrophoretic mobility shift assays. Lipid A induces NF-κB activation in a similar manner. Both LPS- and lipid A-induced NF-κB activation is blocked by preincubation with either anti-TLR4 blocking antibody (HTA125) or Polymyxin B. Lipid A induces NF-κB activation in HSCs from TLR4-sufficient (C3H/OuJ) mice but not from TLR4-deficient (C3H/HeJ) mice. LPS also activates c-Jun N-terminal kinase (JNK), as assessed by in vitro kinase assays. LPS up-regulates IL-8 and MCP-1 gene expression and secretion. LPS-induced IL-8 secretion is completely inhibited by the IκB super repressor (Ad5IκB) and partially inhibited by a specific JNK inhibitor, SP600125. LPS also up-regulates cell surface expression of ICAM-1 and VCAM-1. In conclusion, human activated HSCs utilize components of TLR4 signal transduction cascade to stimulate NF-κB and JNK and up-regulate chemokines and adhesion molecules. Thus, HSCs are a potential mediator of LPS-induced liver injury.

The stem cells that maintain and repair the postnatal skeleton remain undefined. One model suggests that perisinusoidal mesenchymal stem cells (MSCs) give rise to osteoblasts, chondrocytes, marrow stromal cells, and adipocytes, although the existence of these cells has not been proven through fate-mapping experiments. We demonstrate here that expression of the bone morphogenetic protein (BMP) antagonist gremlin 1 defines a population of osteochondroreticular (OCR) stem cells in the bone marrow. OCR stem cells self-renew and generate osteoblasts, chondrocytes, and reticular marrow stromal cells, but not adipocytes. OCR stem cells are concentrated within the metaphysis of long bones not in the perisinusoidal space and are needed for bone development, bone remodeling, and fracture repair. Grem1 expression also identifies intestinal reticular stem cells (iRSCs) that are cells of origin for the periepithelial intestinal mesenchymal sheath. Grem1 expression identifies distinct connective tissue stem cells in both the bone (OCR stem cells) and the intestine (iRSCs).

Angiotensin II (Ang II) is a pro-oxidant and fibrogenic cytokine. We investigated the role of NADPH oxidase in Ang II–induced effects in hepatic stellate cells (HSCs), a fibrogenic cell type. Human HSCs express mRNAs of key components of nonphagocytic NADPH oxidase. Ang II phosphorylated p47phox, a regulatory subunit of NADPH oxidase, and induced reactive oxygen species formation via NADPH oxidase activity. Ang II phosphorylated AKT and MAPKs and increased AP-1 DNA binding in a redox-sensitive manner. Ang II stimulated DNA synthesis, cell migration, procollagen α1(I) mRNA expression, and secretion of TGF-β1 and inflammatory cytokines. These effects were attenuated by N-acetylcysteine and diphenylene iodonium, an NADPH oxidase inhibitor. Moreover, Ang II induced upregulation of genes potentially involved in hepatic wound-healing response in a redox-sensitive manner, as assessed by microarray analysis. HSCs isolated from p47phox–/– mice displayed a blunted response to Ang II compared with WT cells. We also assessed the role of NADPH oxidase in experimental liver fibrosis. After bile duct ligation, p47phox–/– mice showed attenuated liver injury and fibrosis compared with WT counterparts. Moreover, expression of smooth muscle α-actin and expression of TGF-β1 were reduced in p47phox–/– mice. Thus, NADPH oxidase mediates the actions of Ang II on HSCs and plays a critical role in liver fibrogenesis.

Respiratory failure is the leading cause of death in patients with severe SARS-CoV-2 infection1,2, but the host response at the lung tissue level is poorly understood. Here we performed single-nucleus RNA sequencing of about 116,000 nuclei from the lungs of nineteen individuals who died of COVID-19 and underwent rapid autopsy and seven control individuals. Integrated analyses identified substantial alterations in cellular composition, transcriptional cell states, and cell-to-cell interactions, thereby providing insight into the biology of lethal COVID-19. The lungs from individuals with COVID-19 were highly inflamed, with dense infiltration of aberrantly activated monocyte-derived macrophages and alveolar macrophages, but had impaired T cell responses. Monocyte/macrophage-derived interleukin-1β and epithelial cell-derived interleukin-6 were unique features of SARS-CoV-2 infection compared to other viral and bacterial causes of pneumonia. Alveolar type 2 cells adopted an inflammation-associated transient progenitor cell state and failed to undergo full transition into alveolar type 1 cells, resulting in impaired lung regeneration. Furthermore, we identified expansion of recently described CTHRC1+ pathological fibroblasts3 contributing to rapidly ensuing pulmonary fibrosis in COVID-19. Inference of protein activity and ligand–receptor interactions identified putative drug targets to disrupt deleterious circuits. This atlas enables the dissection of lethal COVID-19, may inform our understanding of long-term complications of COVID-19 survivors, and provides an important resource for therapeutic development. Lung samples collected soon after death from COVID-19 are used to provide a single-cell atlas of SARS-CoV-2 infection and the ensuing molecular changes.

Although it is well established that hepatic macrophages play a crucial role in the development of liver fibrosis, the underlying mechanisms remain largely elusive. Moreover, it is not known whether other mononuclear phagocytes such as dendritic cells (DCs) contribute to hepatic stellate cell (HSC) activation and liver fibrosis. We show for the first time that hepatic macrophages enhance myofibroblast survival in a nuclear factor kappa B (NF-κB)–dependent manner and thereby promote liver fibrosis. Microarray and pathway analysis revealed no induction of HSC activation pathways by hepatic macrophages but a profound activation of the NF-κB pathway in HSCs. Conversely, depletion of mononuclear phagocytes during fibrogenesis in vivo resulted in suppressed NF-κB activation in HSCs. Macrophage-induced activation of NF-κB in HSCs in vitro and in vivo was mediated by interleukin (IL)−1 and tumor necrosis factor (TNF). Notably, IL-1 and TNF did not promote HSC activation but promoted survival of activated HSCs in vitro and in vivo and thereby increased liver fibrosis, as demonstrated by neutralization in coculture experiments and genetic ablation of IL-1 and TNF receptor in vivo. Coculture and in vivo ablation experiments revealed only a minor contribution to NF-κB activation in HSCs by DCs, and no contribution of DCs to liver fibrosis development, respectively. Conclusion: Promotion of NF-κB–dependent myofibroblast survival by macrophages but not DCs provides a novel link between inflammation and fibrosis. (Hepatology 2013;58:1461–1473)

Background/Aims Hepatic stellate cells (HSCs) play a key role in hepatic fibrogenesis. However, their origin is still unknown. We tested the hypothesis that bone marrow (BM) contributes to the population of HSCs. Methods Chimeric mice transplanted with donor BM from collagen α1(I)-GFP+ reporter mice were subjected to the bile duct ligation (BDL)-induced liver injury. Results In response to injury, BM-derived collagen-expressing GFP+ cells were detected in liver tissues of chimeric mice. However, these cells were not activated HSCs in that they did not express α-smooth muscle actin or desmin and could not be isolated with the HSC fraction. Meanwhile, the majority of these BM-derived cells co-expressed collagen-GFP+ and CD45+, suggesting that these cells represent a unique population of fibrocytes. Consistent with their lymphoid origin, the number of GFP+CD45+ fibrocytes found in BM and spleen of chimeric mice increased in response to injury. Fibrocytes cultured in the presence of TGF-β1 differentiated into SMA+desmin+ collagen-producing myofibroblasts, potentially contributing to liver fibrosis. Conclusions In response to the BDL-induced liver injury: (i) HSCs do not originate in the BM; (ii) collagen-producing fibrocytes are recruited from the BM to damaged liver. Hepatic stellate cells (HSCs) play a key role in hepatic fibrogenesis. However, their origin is still unknown. We tested the hypothesis that bone marrow (BM) contributes to the population of HSCs. Chimeric mice transplanted with donor BM from collagen α1(I)-GFP+ reporter mice were subjected to the bile duct ligation (BDL)-induced liver injury. In response to injury, BM-derived collagen-expressing GFP+ cells were detected in liver tissues of chimeric mice. However, these cells were not activated HSCs in that they did not express α-smooth muscle actin or desmin and could not be isolated with the HSC fraction. Meanwhile, the majority of these BM-derived cells co-expressed collagen-GFP+ and CD45+, suggesting that these cells represent a unique population of fibrocytes. Consistent with their lymphoid origin, the number of GFP+CD45+ fibrocytes found in BM and spleen of chimeric mice increased in response to injury. Fibrocytes cultured in the presence of TGF-β1 differentiated into SMA+desmin+ collagen-producing myofibroblasts, potentially contributing to liver fibrosis. In response to the BDL-induced liver injury: (i) HSCs do not originate in the BM; (ii) collagen-producing fibrocytes are recruited from the BM to damaged liver.