ABSTRACT Histone acetylation is a key component in the consolidation of long-term fear memories. Epigenetic enzymes involved in histone acetylation, including histone acetyltransferases and deacetylases, have been put forward as potential pharmacological targets in the treatment of pathological fear memories, such as those that underlie post-traumatic stress disorder (PTSD). However, these enzymes typically play a ubiquitous role in gene regulation, which precludes the clinical use of systemic manipulations. Recently, we have found that a nuclear-localized metabolic enzyme, Acetyl-coA synthetase 2 (Acss2), modulates histone acetylation during learning and memory. Loss of Acss2 is well-tolerated in mice, with no impact on general health or baseline behavior. Here, we show that an Acss2 null mouse model shows reduced acquisition of long-term fear memories in assays of contextual and cued fear conditioning. We find that loss of Acss2 leads to consolidation-specific reductions in both histone acetylation and the expression of critical learning and memory-related genes in the dorsal hippocampus. Further, we show that systemic administration of blood-brain-barrier (BBB)-permeable Acss2 inhibitors during the consolidation window reduces fear memory formation in mice and rats, and also reduces anxiety in a predator-scent-stress (PSS) paradigm. Our findings suggest that Acss2 plays a critical role in the formation of fear memories, and represents a potential pharmacological target in the treatment of PTSD.

ABSTRACT Dysregulation of histone acetylation in the brain has emerged as a major contributor to human Alzheimer’s disease (AD). The mechanisms by which these protective or risk-conferring epigenetic marks are established and maintained are under intense investigation. ACSS2 (Acetyl-CoA Synthetase 2) is a key metabolic enzyme that is chromatin-associated in neurons. ACSS2 is recruited to specific promoters and generates a local pool of acetyl-CoA from acetate, thereby fueling histone acetylation and driving the expression of neuronal genes that regulate learning and memory. Here, we examine the contribution of ACSS2-mediated histone acetylation to AD-related molecular and behavioral outcomes. Using a mouse model of human pathological AD-Tau injection, we show that loss of ACSS2 exacerbates Tau-related memory impairments, while dietary supplementation of acetate rescues learning in an ACSS2-dependent manner. Combining state-of-the-art proteomic and genomic approaches, we demonstrate that this effect is accompanied by ACSS2-dependent incorporation of acetate into hippocampal histone acetylation, which facilitates gene expression programs related to learning. Further, we identify Cajal-Retzius neurons as a critical hippocampal neuronal population affected, exhibiting the largest epigenetic and transcriptional dysregulation. Overall, these results reveal ACSS2 as a key neuroprotective metabolic enzyme, dysregulation of which might play an important role in the etiology of human AD, and guide the development of future therapies for AD and related dementia.

Abstract Protein translational control is highly regulated step in the gene expression program during mammalian development that is critical for ensuring that the fetus develops correctly and that all of the necessary organs and tissues are formed and functional. Defects in protein expression during fetal development can lead to severe developmental abnormalities or premature death. Currently, quantitative techniques to monitor protein synthesis rates in a developing fetus ( in utero ) are limited. Here, we developed a novel in utero stable isotope labeling approach to quantify tissue-specific protein dynamics of the nascent proteome during mouse fetal development. Fetuses of pregnant C57BL/6J mice were injected with isotopically labeled lysine (Lys8) and arginine (Arg10) via the vitelline vein at various gestational days. After treatment, fetal organs/tissues including brain, liver, lung, and heart were harvested for sample preparation and proteomic analysis. We show that the mean incorporation rate for injected amino acids into all organs was 17.50 ± 0.6%. By analyzing the nascent proteome, unique signatures of each tissue were identified by hierarchical clustering. In addition, the quantified proteome-wide turnover rates (k obs ) were calculated between 3.81E-5 and 0.424 hour -1 . We observed similar protein turnover profiles for analyzed organs ( e.g. , liver versus brain), however, their distributions of turnover rates vary significantly. The translational kinetic profiles of developing organs displayed differentially expressed protein pathways and synthesis rates which correlated with known physiological changes during mouse development.

Abstract A ‘histone code’ defines system-level crosstalk between histone post-translational modifications (PTMs) to induce specific biological outcomes. Proteome-scale information of co-existing PTM across the entire chromatin landscape of the malaria parasite, Plasmodium falciparum, was lacking. Here, we used advanced quantitative middle-down proteomics to identify combinations of PTMs in both the proliferative, asexual stages and transmissible, sexual gametocyte stages of P. falciparum . We provide an updated, high-resolution compendium of 72 PTMs on H3 and H3.3, of which 30 are novel to the parasite. Co-existing PTMs with unique stage distinction was identified, indicating a dynamic and complex histone code with increased connectivity of novel PTMs seen in gametocytes. Chromatin proteomics of a gametocyte-specific combination, H3R17me2K18acK23ac, identified a SAGA-like effector complex (including the transcription factor AP2-G2) tied to this combination to regulate gene expression in mature gametocytes. Ultimately, this study unveils previously undiscovered histone PTMs and their functional relationship with co-existing partners. These results highlight that investigating chromatin regulation in the parasite using single histone PTM assays might overlook higher order gene regulation for distinct proliferation and differentiation processes.