Abstract Bacteria have evolved to cope with the detrimental effects of reactive oxygen species (ROS) using their essential molecular components. Catalase, a heme-containing tetramer protein expressed universally in most of the aerobic bacteria, plays an indispensable role in scavenging excess hydrogen peroxide (H 2 O 2 ). Here, through utilization of wild-type and catalase-deficient mutants, we identified catalase as an endogenous therapeutic target of 400-420 nm blue light. Catalase residing in bacteria could be effectively inactivated by blue light, subsequently rendering the pathogens extremely vulnerable to H 2 O 2 and H 2 O 2 -producing agents. As a result, photoinactivation of catalase and H 2 O 2 synergistically eliminate a wide range of catalase-positive planktonic bacteria and P. aeruginosa inside biofilms. In addition, photoinactivation of catalase is shown to facilitate macrophages to defend against intracellular pathogens. The antimicrobial efficacy of catalase photoinactivation is further validated using a Pseudomonas aeruginosa- induced mice abrasion model. Taken together, our findings offer a catalase-targeting phototherapy against multidrug-resistant bacterial infections.

Streptococcus agalactiae , also known as Group B Streptococcus (GBS), is increasingly recognized as a major cause of soft tissue and invasive diseases in the elderly and diabetic populations. Antibiotics like penicillin are used with great frequency to treat these infections, although antimicrobial resistance is increasing among GBS strains and underlines a need for alternative methods not reliant on traditional antibiotics. GBS hemolysin/cytolysin and granadaene pigment are two major linked virulence factors that contribute to GBS pathogenicity. Here we show that photoinactivation of the antioxidant granadaene renders the pathogen more susceptible to killing by mouse macrophages and to hydrogen peroxide killing. Photo-treatment also leads to loss of activity of the linked hemolysin/cytolysin although photoinactivation disproportionally affected the activity of the two factors. Treatment with light also affected GBS membrane permeability and contribute to increased susceptibility to the cell membrane active antibiotic daptomycin and to penicillin. Overall our study demonstrates a dual effect of photobleaching on the virulence and antimicrobial susceptibility of GBS and suggests a novel approach for the treatment of GBS infection. Our findings further provide new insight on the relationship between GBS hemolysin and the granadaene pigment.

Given that the dearth of new antibiotic development loads an existential burden on successful infectious disease therapy, health organizations are calling for alternative approaches to combat methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) infections. Here, we report a drug-free photonic approach to eliminate MRSA through photobleaching of staphyloxanthin, an indispensable membrane-bound antioxidant of S. aureus. The photobleaching process, uncovered through a transient absorption imaging study and quantitated by absorption spectroscopy and mass spectrometry, decomposes staphyloxanthin and sensitizes MRSA to reactive oxygen species attack. Consequently, staphyloxanthin bleaching by low-level blue light eradicates MRSA synergistically with external or internal reactive oxygen species. The effectiveness of this synergistic therapy is validated in MRSA culture, MRSA-infected macrophage cells, S. aureus biofilms, and a mouse wound infection model. Collectively, these findings highlight broad applications of staphyloxanthin photobleaching for treatment of MRSA infections.

Confronted with the rapid evolution and dissemination of antibiotic resistance, there is an urgent need to develop alternative treatment strategies for drug-resistant pathogens. Here, we present an unconventional approach to restore the susceptibility of methicillin-resistant S. aureus (MRSA) to a broad spectrum of conventional antibiotics via photo-disassembly of functional membrane microdomains. The photo-disassembly of microdomains is based on effective photolysis of staphyloxanthin, the golden carotenoid pigment that gives its name. Upon pulsed laser treatment, cell membranes are found severely disorganized and malfunctioned to defense antibiotics, as unveiled by membrane permeabilization, membrane fluidification, and detachment of membrane protein, PBP2a. Consequently, our photolysis approach increases susceptibility and inhibits development of resistance to a broad spectrum of antibiotics including penicillins, quinolones, tetracyclines, aminoglycosides, lipopeptides, and oxazolidinones.

Abstract The prevalence of antibiotic resistance and tolerance in wound infection management poses a serious and growing health threat, necessitating the exploration of alternative approaches. Antimicrobial blue light therapy offers an appealing, non-pharmacological solution. However, its practical application has been hindered by the requirement for high irradiance levels, which particularly raises safety concerns. Here, we introduce a light-bathing strategy that employs prolonged, continuous exposure to blue light at an irradiance range lower by more than an order of magnitude (5 mW/cm 2 ). This method consistently applies bacteriostatic pressure, keeping wound bioburden low, all while minimizing photothermal risks. Leveraging tailor-made, wearable light-emitting patches, we conducted preclinical trials on rat models of wound infection, demonstrating its safety and efficacy for suppressing infections induced by methicillin- resistant S. aureus and multidrug-resistant P. aeruginosa . Our results pave a new way for the application of blue light therapy in wound care.

A single-cell understanding of microbe-microbe interactions is critical for unraveling the organization and dynamics of microbial communities. Through an unconventional application of expansion microscopy, we oppose the adhesive force holding microbes together by an expansion force pulling them apart, resulting in microbial separation dependent on the strength of microbial adhesion. Our new approach establishes a proof-of-principle for differentiating adhesive interactions within microbial consortia at the single-cell level.

ABSTRACT Host mucosal barriers possess an arsenal of defense molecules to maintain mucosal health. In addition to well-established defense molecules such as antimicrobial peptides and immunoglobulins, a subset of extracellular host-derived small RNAs (sRNAs) also exhibits antimicrobial functions in a cross-kingdom fashion. We recently uncovered the sRNA-mediated crosstalk between human normal oral keratinocytes and Fusobacterium nucleatum (Fn) , an opportunistic oral pathobiont with increasing implications in extra-oral diseases. Notably, when challenged with Fn , oral keratinocytes released Fn -targeting tRNA-derived sRNAs (tsRNAs), an emerging class of noncoding sRNAs with diverse functions in gene regulation. Additionally, synthetic mimics of the Fn -targeting tsRNAs exhibited highly selective antimicrobial activity against Fn . However, excess synthetic tsRNAs (in the micromolar range) were required to achieve growth inhibition, which limits their potential as antimicrobials. Here, we chemically modify nucleotides of the anti- Fn tsRNAs, termed MOD-tsRNAs, and demonstrate their species- and sequence-specific inhibition in the nanomolar range in various Fn type strains and clinical tumor isolates. In contrast, the same MOD-tsRNAs do not inhibit two representative oral bacteria, Porphoromonas gingivalis ( Pg ) and Streptococcus mitis ( Sm ). Additionally, MOD-tsRNAs are internalized by different Fn strains while exhibiting minimal uptake by Pg and Sm . Further RNA sequencing and affinity pull-down assays implicate MOD-tsRNAs as potential ribosome-targeting antimicrobials against Fn . Taken together, our work provides a framework to target opportunistic pathobionts through co-opting host-derived extracellular tsRNAs, whose potential applications may have been limited by their intrinsic instability as well as our limited understanding of the inhibition mechanism.

Abstract Candida albicans ( C. albicans ), a major fungal pathogen, causes life-threatening infections in immunocompromised individuals. Fluconazole (FLC) is recommended as first-line therapy for treatment of invasive fungal infections. Yet, the widespread use of FLC has resulted in increased antifungal resistance among different strains of Candida , especially C. albicans , which is a leading source of hospital-acquired infections. Here, by hyperspectral stimulated Raman scattering (hSRS) imaging of single fungal cells in the fingerprint window and pixel-wise spectral unmixing, we report aberrant ergosteryl ester accumulation in azole-resistant C. albicans compared to azole-susceptible species. This accumulation was a consequence of de novo lipogenesis. Lipid profiling by mass spectroscopy identified ergosterol oleate to be the major species stored in azole-resistant C. albicans . Blocking ergosterol esterification by oleate and suppressing sterol synthesis by FLC synergistically suppressed the viability of C. albicans in vitro and limited the growth of biofilm on mouse skin in vivo . Our findings highlight a metabolic marker and a new therapeutic strategy for targeting azole-resistant C. albicans by interrupting the esterified ergosterol biosynthetic pathway. Significance Statement Invasive fungal infections and increasing antifungal resistance are emerging threats to public health with high morbidity and mortality. Despite the advances in azole resistance mechanisms, it remains unclear why some fungal species are intrinsically resistant to or easily acquire resistance to multiple antifungal drugs. Here, using fingerprint SRS microscopy, we uncovered a molecular signature, aberrant ergosteryl ester accumulation, linked to the azole resistance of Candida species. An antifungal treatment strategy combining oleate (inhibitor of ersgosteryl esterification) and azole significantly attenuates the azole resistance and the viability of C. albicans in vitro and in vivo . Our work opens a new way to detect and treat azole-resistant fungal infections by targeting ergosterol metabolism.

Saccharibacteria (formerly TM7) Nanosynbacter lyticus type strain TM7x exhibits a remarkably compact genome and an extraordinarily small cell size. This obligate epibiotic parasite forms a symbiotic relationship with its bacterial host, Schaalia odontolytica, strain XH001 (formerly Actinomyces odontolyticus strain XH001). Due to its limited genome size, TM7x possesses restrained metabolic capacities, predominantly living on the surface of its bacterial host to sustain this symbiotic lifestyle. To comprehend this intriguing, yet understudied interspecies interaction, a thorough understanding of the physical interaction between TM7x and XH001 is imperative. In this study, we employed super-resolution fluorescence imaging to investigate the physical association between TM7x and XH001. We found that the binding with TM7x led to a substantial alteration in the membrane fluidity of the host bacterium XH001. Unexpectedly, we revealed the formation of intracellular lipid droplets in XH001 when forming episymbiosis with TM7x, a feature not commonly observed in oral bacteria cells. The TM7x-induced LD accumulation in XH001 was further confirmed by label-free non-invasive Raman spectroscopy, which also unveiled additional phenotypical features when XH001 cells are physically associated with TM7x. Further exploration through culturing host bacterium XH001 alone under various stress conditions showed that LD accumulation was a general response to stress. Intriguingly, a survival assay demonstrated that the presence of LDs likely plays a protective role in XH001, enhancing its overall survival under adverse conditions. In conclusion, our study sheds new light on the intricate interaction between Saccharibacteria and its host bacterium, highlighting the potential benefit conferred by TM7x to its host, and further emphasizing the context-dependent nature of symbiotic relationships.

Abstract Nearly all organisms found in nature have evolved and developed their own specific strategies to cope with reactive oxygen species (ROS). Catalase, a heme-containing tetramer protein expressed in a broad range of aerobic fungi, has been utilized as an essential enzymatic ROS detoxifying mechanism, and shows remarkable efficiency in degrading hydrogen peroxide (H 2 O 2 ) for fungal cell survival and host invasion. Here, we demonstrate that catalase inactivation with blue light renders fungal cells highly susceptible to ROS attack, thus resembling a ‘strength-to-weakness optical switch’. To unveil catalase as the underlying molecular target of blue light and its inactivation mechanism, we systematically compared wild-type Candida albicans to a catalase-deficient mutant strain for susceptibility to ROS in the absence/presence of 410 nm treatment. Upon testing on a wide range of fungal species and strains, we found that intracellular catalase could be effectively and universally inactivated by 410 nm blue light. We find that the photoinactivation of catalase in combination with ROS-generating agents is highly effective and potent in achieving full eradication of multiple fungal species and strains, including multiple clinical strains of Candida auris , the causative agent of the global fungal epidemic. In addition, photoinactivation of catalase is shown to facilitate macrophage killing of intracellular Candida albicans . The antifungal efficacy of catalase photoinactivation is further validated using a Candida albicans -induced mouse model of skin abrasion. Taken together, our findings offer a novel catalase-photoinactivation approach to address multidrug-resistant Candida infections.